Эксперимент по физиологии растений. Учебное пособие: Физиология растений Практикум по физиологии растений

ПРЕДИСЛОВИЕ
Развитие современной биологии привело к возрастанию роли биологического образования в средней школе. Для учащихся старших классов рекомендован факультативный курс «Физиология растений с основами микробиологии». Задача факультатива - расширить углубить закрепить знания учащихся об основных жизненных процессах происходящих в растительном организме развить у них интерес к экспериментальной работе и вооружить практическими навыками. Факультативные занятия являются одной из форм профессиональной ориентации школьников.
Составляя данное пособие авторы ставили задачу помочь преподавателю биологии в отборе опытов по физиологии растений и в проведении эксперимента. Давая описание довольно большого числа работ авторы предполагали что преподаватель использует только то из них которые можно выполнить с учетом уровня подготовки учащихся и материальных возможностей школы. Некоторые работы можно проводить как лабораторные на уроках ботаники общей биологии или использовать для демонстраций.
Все опыты доступны для понимания учащихся и легко выполнимы в школьных условиях под руководством учителя за 2 ч учебного времени. Работы связанные с выращиванием растений или микроорганизмов рассчитаны на два занятия. Большинство опытов проверено авторами в работе со студентами или с учащимися в период педагогической практики в отдельных случаях описания заимствованы из литературных источников.
Авторы сердечно признательны рецензентам проф. П. А. Генке лю проф. Н. Н. Овчинникову и кандидату педагогических наук Г. Г. Манке за цепные замечания и предложения направленные на совершенствование рукописи.

ВВЕДЕНИЕ
Постановка экспериментальных работ по физиологии растений в условиях средней школы требует соответственно оборудованной лаборатории. Желательно чтобы она была расположена окнами на солнечную сторону имела естественное освещение и более или менее постоянную температуру для нормального роста растений. В лаборатории должен быть водопровод (при отсутствии водопровода ставят большие сосуды для воды с кранами или каучуковыми трубками с зажимами) слив и электропроводка дающая возможность пользоваться проекционным фонарем термостатом нагревательными приборами. Кроме того очень часто в зимнее время опыты по физиологии зеленых растений не могут быть полностью закончены из-за недостаточности естественного освещения и тепла. В этом случае дополнительное освещение и обогрев обеспечиваются электроэнергией. В лаборатории должна быть аптечка с необходимыми материалами для оказания первой помощи.
Значительная часть факультативных занятий проходит в зимнее время поэтому для их проведения используют комнатные растения гербарий и фиксированный материал.
Выполнение любой работы складывается из следующих этапов: 1) чтения учебного пособия1 и другой литературы; 2) подготовки реактивов аппаратуры посуды и т. д.; 3) освоения используемого метода исследования; 4) подготовки растения (объекта исследования); 5) проведения опыта; 6) составления отчета.
Особое внимание необходимо обратить на организацию работы и культуру труда. С этой целью тщательно готовят рабочее место. На столе размещают в наиболее рациональном порядке необходимое оборудование и материалы заэтикетированные реактивы красители тетради для записей. Четкие и краткие записи делают в тетради (не на отдельных листках) таким образом чтобы легко было проверить все записи и расчеты. Рекомендуется придерживаться определенной системы в записях. Для каждой работы указывают дату (если работа проводится в течение продолжительного времени то необходимо указать начало и конец ее) точное название цель план и краткое содержание работы результаты работы вывод и значение изучаемого явления. Выводы следует подтверждать доказательствами в форме зарисовок засушенных и наклеенных растений цифровых данных фотографий таблиц диаграмм и пр.
При организации экспериментальной работы постановку опытов производят обычно в трехкратной повторности и наряду с опытными растениями обязательно имеют контрольные. Все растения помещают в абсолютно одинаковые условия. И только фактор влияние которого изучают в опыте исключают из условий в которые помещают контрольные растения. Многие опыты длительны поэтому начало и конец опыта нужно проводить в часы занятий промежуточные наблюдения - во внеурочное время. Ряд работ выполняют с проростками которые получают заранее проращивая семена в течение 1-2 недель. Луковицы проращивают за 2-3 недели.
Занятия рекомендуем проводить фронтально-групповым методом т. е. группа изучает один процесс но на различных объектах. Полученные данные обсуждают и делают выводы. В итоге выполнения работ учащиеся должны. приобрести навыки в самостоятельной постановке
1 Генкель П. А. Физиология растений. М. 1970 1974.
опытов по физиологии растений: уметь составить план проведения опыта внимательно и в точно намеченное по плану время провести наблюдения сделать точные измерения подсчеты оформить дневник изготовить графики диаграммы таблицы демонстрирующие результаты опыта сделать выводы.

Список рекомендуемой литературы
Викторов Д. П. Малый практикум по физиология растений. М. «Высшая школа» 1969.
Генкель П. А. Микробиология с основами вирусологии. М. «Просвещение» 1974.
Генкель П. А. Физиология растений. М. «Просвещение» 1975.
Генкель П. А. Физиология растений (факультативный курс). М. «Просвещение» 1970 1974.
Жизнь растений в 6 томах. Т. 1 2 3. М. «Просвещение» 1974 1976 1977.
Курсанов Л. И. и др. Ботаника. Т. 1. Анатомия и морфология растений. М. «Просвещение» 1966.
Сказкин Ф. Д. и др. Практикум по физиологии растений. М. «Советская наука» 1953.
Травкин М. П. Занимательные опыты с растениями. М. Учпедгиз 1960.
Черемис и нов Н. А. Боева Л. И. Семиха-това О. А. Практикум по микробиологии. М. «Высшая школа» 1967.

Глава 1. ФИЗИОЛОГИЯ РАСТИТЕЛЬНОЙ КЛЕТКИ (Т. В. Карнаухова)
Работа 1. Влияние анионов и катионов солей на форму и время плазмолиза
Работа 2. Наблюдение колпачкового плазмолиза
Работа 3. Наблюдение признаков повреждения клетки (повышение сродства к красителям и оструктуривание ядра и цитоплазмы)
Работа 4. Диагностика повреждения растительной ткани по увеличению ее проницаемости
Работа 5. Определение жизнеспособности семян по окрашиванию цитоплазмы
Работа 6. Определение изоэлектрической точки растительных тканей колориметрическим методом
Работа 7. Наблюдение действия света на скорость движения цитоплазмы
Работа 8. Определение потенциального осмотического давления клеточного сока методом плазмолиза
Работа 9. Определение концентрации клеточного сока и потенциального осмотического давлении рефрактометрическим методом
Работа 10. Определение водного потенциала растительной ткани методом полосок по Лилиенштерн
Работа 11. Определение водного потенциала листьев методом Шардакова
Работа 12. Определение водного потенциала растительной ткани рефрактометрическим методом по Максимову и Петинову
Глава 2. ЭЛЕКТРОФИЗИОЛОГИЯ (Л. А. Паничкин)
Работа 13. Определение градиентов биопотенциалов между зонами корня и их зависимость от ионного состава среды
Работа 14. Установление зависимости биопотенциалов клеток корня oт температуры
Работа 15. Определение разности биопотенциалов между поврежденными и неповрежденными участками ткани растения
Работа 16. Наблюдение светоиндуцированных изменений разности потенциалов фотосинтезирующих клеток
Работа 17. Определение биопотенциалов действия у отрезков стебля подсолнечника
Работа 18. Наблюдение специфичности биоэлектрических реакций растений
Работа 19. Определение электрической проводимости поврежденных и здоровых клубней картофеля
Работа 20. Определение зависимости электрической проводимости тканей листа пшеницы от условий минерального питания и водного режима
Глава 3. ВОДНЫЙ ОБМЕН (И. В. Пильщикова)
Работа 21. Определение содержания воды и сухого вещества в растительном материале
Работа 22. Влияние температуры на скорость и движущую силу выделения пасоки
Работа 23. Влияние препаратов группы 2,4-Д на нагнетательную деятельность корневой системы растений
Работа 24. Сравнение транспирации верхней и нижней сторон листа хлоркобальтовым методом по Шталю
Работа 25. Определение интенсивности транспирации и относительной транспирации при помощи технических весов
Работа 26. Определение интенсивности транспирации у срезанных листьев при помощи торзионных весов по Иванову
Работа 27. Определение интенсивности транспирации при помощи электронного транспирометра конструкции А. П. Ваганова
Работа 28. Наблюдение за перераспределением калия при движении устьиц
Работа 29. Определение состояния устьиц методом инфильтрации по Молишу
Работа 30. Определение степени раскрытия устьиц на фиксированном эпидермисе по Ллойду
Работа 31. Изучение состояния устьиц методом отпечатков по Полаччи
Работа 32. Определение водного дефицита растений
Работа 33. Определение водоудерживающей способности растений методом «завядания» по Арланду
Работа 34. Определение продуктивности транспирации и транспирационного коэффициента
Работа 35. Влияние влажности корнеобитаемой среды на водообмен и рост растений
Глава 4. ФОТОСИНТЕЗ (В. Г. Земский)
Работа 36. Определение химических свойств пигментов листа
Работа 37. Наблюдение оптических свойств пигментов
Работа 38. Фотосенсибилизирующее действие хлорофилла на реакцию переноса водорода по Гуревичу
Работа 39. Количественное определение пигментов
Работа 40. Разделение пигментов листа хроматографическим методом по Цвету
Работа 41. Определение содержания пигментов в листьях методой бумажной хроматографии
Работа 42. Определение интенсивности фотосинтеза по поглощению СО2 в токе воздуха
Работа 43. Фотоколориметрический метод определения содержания углерода в листьях мокрым сжиганием в хромовой смеси по X. К. Аликову
Работа 44. Определение чистой продуктивности фотосинтеза
Работа 45. Определение площади листьев
Глава 5. ДЫХАНИЕ (Л. В. Можаева)
Работа 46. Обнаружение дегидрогеназ в растении по восстановлению дипитробензола
Работа 47. Определение активности дегидрогеназ методом вакуум-инфильтрации по Пыльневу
Работа 48. Обнаружение пероксидазы и определение ее активности
Работа 49. Определение активности ортодифенолоксидазы по Бояркину
Работа 50. Определение активности каталазы в растительных объектах
Работа 51. Определение содержания аскорбиновой кислоты, глутатиона и общей редуцирующей активности растительной ткани методом Петта в модификации Прокошева
Работа 52. Наблюдение за действием динитрофенола на поступление воды в ткань клубня картофеля
Работа 53. Определение интенсивности дыхания семян в закрытом сосуде
Работе 54. Определение интенсивности дыхания прорастающих семян в токе воздуха
Работа 55. Определение дыхательного коэффициента прорастающих семян
Работа 56. Определение интенсивности дыхания и дыхательного коэффициента при помощи прибора Варбурга
Глава 6. МИНЕРАЛЬНОЕ ПИТАНИЕ (А. Е. Петров-Спиридонов. Я. М. Геллерман)
Работа 57. Влияние отдельных элементов питательной смеси на рост растений
Работа 58. Смещение pH питательного раствора корневой системой растений
Работа 59. Рост корней пшеницы в растворе чистой соли и смеси солей (антагонизм ионов)
Работа 60. Определение объема корневой системы методом Сабинина и Колосова
Работа 61. Определение общей и рабочей адсорбирующей поверхности корневой системы методом Сабинина и Колосова
Работа 62. Определение зависимости поглощения ионов от метаболической активности корневых систем
Работа 63. Влияние источников азотного питания и молибдена на нитратредухтазную активность тканей растения
Глава 7. ОБМЕН ВЕЩЕСТВ (М. Н. Кондратьев)
Работа 64. Определение содержания суммарных белков
Работа 65. Определение активности протеиназ в прорастающих семенах
Работа 66. Определенно запасного крахмала в семенах по Починку
Работа 67. Определение активности амилаз в прорастающих семенах
Работа 68. Определение содержания жиров рефрактометрическим методом
Работа 69. Определение активности липаз в процессе прорастания семян
Глава 8. РОСТ И РАЗВИТИЕ (M. М. Калинкевич, Е. Е. Крастина)
Работа 70. Определение зон роста в органах растений
Работа 71. Наблюдение за ростом при помощи горизонтального микроскопа
Работа 72. Наблюдение периодичности роста древесных побегов
Работа 73. Изучение действия гетероауксина на рост корней
Работа 74. Изучение влияния гетероауксина на укоренение черенков фасоли
Работа 75. Прерывание периода покоя у клубней картофеля при помощи тиомочевины
Работа 76. Наблюдение избирательного (селективного) действия гербицидов группы 2,4-Д
Работа 77. Наблюдение за нарушением геотропизма корней под действием эозина
Работа 78. Наблюдение эпинастических и гипонастических изгибов листьев под влиянием гетероауксина
Работа 79. Изучение воздействия на рост междоузлий стебля карликового гороха гибберелловой кислоты
Робота 80. Выявление апикального доминирования у гороха
Работа 81. Наблюдение ярусной изменчивости морфологических признаков
Работа 82. Установление фотопериодической реакции горчицы белой
Работа 83. Наблюдение влияния фитохрома на прорастание семян салата
Работа 84. Определение силы роста семян методом морфофизиологической оценки проростков
Глава 9. УСТОЙЧИВОСТЬ К НЕБЛАГОПРИЯТНЫМ УСЛОВИЯМ (Н. Н. Третьяков, К. И. Каменская)
Работа 85. Выявление защитного действия сахаров на протоплазму
Работа 86. Изучение действия сахара на белки протоплазмы при отрицательных температурах
Работа 87. Способ закаливания и определения морозоустойчивости озимых злаков с использованием экзогенных сахаров
Работа 88. Определение жизнеспособности озимых зерновых культур в зимний период метолом монолитов
Работа 89. Определение состояния озимых зерновых культур по отрастанию в воде
Работа 90. Определение состояния озимых культур ускоренным методом
Работа 91. Оценка состояния озимых зерновых культур по конусу нарастания
Работа 92. Определение жизнеспособности озимых зерновых культур окрашиванием тканей
Работа 93 Оценка жизнеспособности растений после перезимовки по состоянию корневой системы
Работа 94. Диагностика устойчивости озимых культур к физиологическому выпреванию
Работа 95 Определение степени закаливании озимых зерновых культур
Работа 96. Определение морозоустойчивости растении на проростках
Работа 97. Оценка холодостойкости кукурузы на первых этапах роста и развития
Работа 98. Определение морозоустойчивости по степени проницаемости протоплазмы для электролитов
Работа 99. Вегетационный метод оценки устойчивости растений к вымоканию
Работа 100. Ранняя диагностика устойчивости растений к вымоканию
Работа 101. Определение вязкости протоплазмы клеток растений сортов, различающихся по жаростойкости
Работа 102. Определение устойчивости растений к экстремальным воздействиям по степени повреждения хлорофиллоносных тканей
Работа 103. Определение температурного порога коагуляции цитоплазмы
Работа 104. Определение водоудерживающей способности растений
Работа 105. Определение засухоустойчивости растений проращиванием семян на растворах сахарозы
Работа 106. Определение засухоустойчивости растений по содержанию прочносвязанной фракции хлорофилла а и b
Работа 107. Диагностика засухоустойчивости в жаростойкости растений по изменению содержания статолитного крахмала
Работа 108. Определение засухоустойчивости растений методом крахмальной пробы
Работа 109. Биоэлектрическая реакция растений, различающихся по засухоустойчивости
Работа 110. Определение жаростойкости культур по сопротивлению их тканей электрическому току
Работа 111. Оценка засухоустойчивости растений ауксанографическим методом по Шевелухе
Работа 112. Определение жизнеспособности древесных растений электрофизиологическим методом
Работа 113. Определенно жизнеспособности пыльцы по Шардакову
Работа 114. Определение устойчивости зерновыхзлаковых культур к токсичности кислых почв
Работа 115. Определение солеустойчивости злаков по ростовым процессам
Работа 116. Определение солеустойчивости растений по количеству альбуминов в зеленых листьях
Работа 117. Определение солеустойчивости растений по степени выцветанния хлорофилла по Генкелю
Работа 118. Определение устойчивости зерновых культур к полеганию по анатомическому строению стебля
Приложение
Библиографический указатель литературы для углубленного изучения отдельных разделов курса физиологии растений

Балашовский филиал

им. Н. Г. Чернышевского

М. А. Занина

ФИЗИОЛОГИЯ РАСТЕНИЙ

Учебно-методическое пособие

Балашов 2005

УДК 58

ББК 28.57

Рецензенты:

Доктор биологических наук, профессор

Брянского государственного университета

В. Б. Любимов;

им. Н. Г. Чернышевского

Е. Б. Смирнова;

Кандидат сельскохозяйственных наук, доцент Балашовского филиала

Саратовского государственного университета

им. Н. Г. Чернышевского

Балашовского филиала Саратовского государственного университета

им. Н. Г. Чернышевского.

Занина, М. А.

З27 Физиология растений: учебно-метод. пособие для студентов заочного отделения факультета экологии и биологии / М. А. Занина. - Балашов: Изд-во «Николаев», 2005. - 64 с.

ISBN 5-94035-225-1

Учебно-методическое пособие предназначено для студентов заочного отделения факультета экологии и биологии. Данное пособие включает в себя краткое теоретическое изложение основных программных разделов по физиологии растений, лабораторные работы по каждому разделу и контрольные вопросы.

Пособие может быть полезным и для учителей школ при демонстрации опытов на уроках и факультативных занятиях, а также в кружковой работе по биологии.

УДК 58

ББК 28.57

ISBN 5-94035-222-1 © Занина М. А., 2005

О г л а в л е н и е

Введение................................................................................................................. 5

Тема 1. ОСНОВЫ ФИЗИОЛОГИИ КЛЕТКИ

1.1. Поступление веществ в клетку.................................................................. 7

1.2. Обмен веществ и энергии в клетке.......................................................... 11

Тема 2. ВОДНЫЙ РЕЖИМ РАСТЕНИЙ

2.1. Общая характеристика водного обмена растительного организма..... 12

2.2. Поступление воды в растение.................................................................. 13

2.3. Передвижение воды по растению............................................................ 13

2.4. Транспирация воды листьями.................................................................. 14

Тема 3. ФОТОСИНТЕЗ

3.1. Общее уравнение фотосинтеза................................................................. 16

3.2. Пигменты пластид.................................................................................... 17

3.3. Световая и темновая фазы фотосинтеза................................................. 19

3.4. Экология фотосинтеза.............................................................................. 21

Тема 4. ДЫХАНИЕ РАСТЕНИЙ

4.1. Превращение веществ в растении и дыхание.......................................... 24

4.2. Факторы, влияющие на процесс дыхания............................................... 25

4.3. Аэробное и анаэробное дыхание.............................................................. 27

4.4. Брожение................................................................................................... 27

4.5. Дыхание и брожение в современном изложении.................................... 29

Тема 5. МИНЕРАЛЬНОЕ ПИТАНИЕ РАСТЕНИЙ....................................... 32

5.1. Химический состав растений................................................................... 32

5.2. Роль азота в почвенном питании растений............................................. 33

5.3. Роль зольных макроэлементов в минеральном питании растений..... 35

5.4. Роль микроэлементов в минеральном питании растений..................... 37

Тема 6. РОСТ, РАЗВИТИЕ И ДВИЖЕНИЯ РАСТЕНИЙ

6.1. Общие понятия о росте и развитии растений.......................................... 38

6.2. Регуляторы роста...................................................................................... 39

6.3. Ингибиторы роста..................................................................................... 40

6.4. Влияние внешних условий на рост.......................................................... 41

6.5. Периодичность роста растений................................................................ 42

6.6. Движения растений................................................................................... 43

РАЗДЕЛ 2. ЛАБОРАТОРНЫЕ ЗАНЯТИЯ...................................................... 45

Лабораторная работа № 1. Сравнение проницаемости мембран живых и мертвых клеток 45

Лабораторная работа № 2. Тургор, плазмолиз и деплазмолиз................ 45

Лабораторная работа № 3. Определение транспирации весовым методом 46

Лабораторная работа № 4. Наблюдение за движением устьиц................ 47

Лабораторная работа № 5. Продукты фотосинтеза.................................. 47

Лабораторная работа № 6. Получение из листьев спиртовой вытяжки пигментов и их разделение 48

Лабораторная работа № 7. Обнаружение дыхания растений................... 50

Лабораторная работа № 8. Определение интенсивности дыхания в чашках Конвея 50

Лабораторная работа № 9. Значение различных элементов для растений 51

Лабораторная работа № 10. Зона роста корня.......................................... 53

Лабораторная работа № 11. Влияние температуры и света на скорость роста растений 54

Лабораторная работа № 12. Взаимовлияние культурных и сорных растений 55

Список основной литературы.............................................................................. 56

Список дополнительной литературы.................................................................. 56

ПРИЛОЖЕНИЯ.................................................................................................. 58

Физиология растений - наука о функциональной активности растительных организмов. Как отмечали Ж. Б. Буссенго и К. А. Тимирязев, знание основных закономерностей жизнедеятельности растений делает физиологию растений теоретической основой рационального земледелия.

Изучение физиологии растений имеет большое значение для учителя средней школы, так как знания о жизни растений помогают на должном уровне проводить работу на учебно-опытном участке. Только изучив жизнь растения, можно понять его космическую роль, оценить процесс фотосинтеза как продуцента органического вещества на планете, роль гормонов роста и физиологически активных веществ, взаимодействие растений и ряд других аспектов. Изучив основные закономерности жизни растений в теоретическом курсе, на практических занятиях будущий учитель овладеет методикой постановки опытов, что ему крайне необходимо при проведении курса ботаники в средней школе.

Данное пособие «Физиология растений» предназначено для студентов специальности 050102 «Биология» заочного отделения факультета экологии и биологии. Оно содержит историю формирования отдельных представлений, описание классических экспериментов и простейших опытов, которые помогут наглядно продемонстрировать основные природные закономерности.

В ходе изучения курса студенты должны:

Знать о физиологических особенностях растительного организма;

Владеть системой знаний о закономерностях роста и развития растительных организмов, уметь применять эти знания;

Владеть основными методами исследования биологических наук.

Пособие включает в себя краткое теоретическое изложение основных программных разделов по физиологии растений, вопросы для самоконтроля, лабораторные работы по каждой теме, задания на полевую практику и вопросы для экзамена.

Теоретический курс представлен темами: «Физиология растительной клетки», «Водный режим растений», «Фотосинтез», «Дыхание растений», «Минеральное питание растений», «Рост и развитие растений». Коротко рассматриваются основные положения, которыми определяется специфические особенности зеленых растений, отличающие их от других форм живых существ.

Лабораторные занятия по физиологии растений служат для закрепления и расширения знаний студентов по теоретическому курсу. Мы сохранили работы, ставшие классическими. Наряду с этим пособие включает работы, апробированные на кафедре биологии и экологии БФСГУ. Для каждой работы приведены список материалов и оборудования, описание ее хода, указания по оформлению результатов. Приобретенные на занятиях навыки экспериментальной деятельности могут быть использованы также учителями средней школы для постановки опытов на уроках ботаники и общей биологии.

В приложении представлены задания на полевую практику, варианты итоговой контрольной работы и вопросы для экзамена по физиологии растений.

2.1. Общая характеристика водного обмена
растительного организма

Вода является основной составной частью растительных организмов. Ее содержание доходит до 90 % от массы организма, и она участвует прямо или косвенно во всех жизненных проявлениях. Вода - это та среда, в которой протекают все процессы обмена веществ. Она составляет основную часть цитоплазмы, поддерживает ее структуру, устойчивость входящих в состав цитоплазмы коллоидов, обеспечивает определенную конформацию молекул белка. Высокое содержание воды придает содержимому клетки (цитоплазме) подвижный характер. Вода - непосредственный участник многих химических реакций. Все реакции гидролиза, многочисленные окислительно-восстановительные реакции идут с ее участием.

Водный ток обеспечивает связь между отдельными органами растений. Питательные вещества передвигаются по растению в растворенном виде. Насыщенность водой (тургор) обеспечивает прочность тканей, сохранение структуры травянистых растений, определенную ориентировку органов растений в пространстве. Рост клеток в фазе растяжения идет главным образом за счет накопления воды в вакуоли.

Таким образом, вода обеспечивает протекание процессов обмена, коррелятивные взаимодействия, связь организма со средой. Для нормальной жизнедеятельности клетка должна быть насыщена водой.

2.2. Поступление воды в растение

Растение получает воду из почвы. Вода в растении находится как в свободном, так и связанном состоянии. Свободная вода легко передвигается, вступает в различные биохимические реакции, испаряется в процессе транспирации и замерзает при низких температурах. Связанная вода имеет измененные физические свойства вследствие взаимодействия с неводными компонентами. Эти взаимодействия представляют собой процессы гидратации, вследствие чего связанную воду называют гидратной водой. Различают два основных процесса гидратации: 1) притяжение диполей воды к заряженным частицам; 2) образование водородных связей с полярными группами органических веществ - между водородом воды и атомами О и N .

Воду, гидратирующую коллоидные частицы (прежде всего белки), называют коллоидно-связанной, а гидратирующую растворенные вещества (минеральные соли, сахара, органические кислоты и др.) - осмотически связанной.

Использование воды растением зависит также от структуры почвы. Мелкокомковатая структура с хорошим воздушно-водным режимом является наилучшей. В ней хорошо растут корневые волоски, через которые вода поступает в растение. Чтобы проникнуть внутрь клетки корневого волоска, вода должна пройти через его стенку.

2.3. Передвижение воды по растению

Поглощение воды корневой системой происходит главным образом клетками зоны растяжения и зоны корневых волосков. Из корневого волоска вода передвигается по клеткам первичной коры в центральный цилиндр.

В сосуды вода поступает под определенным давлением, которое можно обнаружить благодаря следующему опыту. Если весной, когда листья еще не появились, срезать стебель, надеть на него резиновую трубку с вставленной в нее стеклянной трубочкой, то через некоторое время в ней появится жидкость. Ее нагнетают корни. С помощью манометра можно определить величину давления, под которым жидкость входит в сосуды. Это выделение воды благодаря корневому давлению называется плачем растения. Его легко обнаружить весной у винограда и березы, если сломить веточку. Выделяющийся сок называется пасокой. В нем содержится сахар (1,5-3 %), органические кислоты, азотистые и зольные вещества.

Выделение капель воды листьями под влиянием корневого давления можно наблюдать в теплую влажную погоду у земляники, манжетки, настурции и некоторых других растений. На зубчиках листьев образуются капли воды, которая выделяется через гидатоды (водные устьица). Это явление называется гуттацией .

Если поставить под стеклянный колпак проростки злаков, хорошо полив их, то вскоре можно будет видеть на кончиках листьев капли воды, выделяющиеся под влиянием корневого давления.

Итак, корневое давление является нижним двигателем водного тока в растении. Величина его небольшая (23 атмосферы). У деревьев корневое давление можно обнаружить лишь весной, когда в почве много воды, а листья еще не образовались.

2.4. Транспирация воды листьями

Со всякой водной поверхности происходит испарение - переход воды из жидкого состояния в парообразное. Это физическое явление. Листья растения пропитаны водой. С их поверхности (особенно через устьица) вода постоянно испаряется, но это будет явление биологическое, связанное с растительным организмом, его особенностями. Оно называется транспирацией. Благодаря транспирации в поверхностных клетках листа возникает сосущая сила (равная примерно 0,1 атм), которая потянет воду из рядом расположенных клеток, и так далее, вплоть до сосудов. Таким образом, в растении создается верхний двигатель тока воды. У деревьев сосущая сила листьев достигает 20 атм, у травянистых растений 2-3 атм. Эта сосущая сила заставляет воду из корней подниматься по ксилеме, в основном по сосудам - полым трубкам. Столбики воды в сосудах не разрываются благодаря силе сцепления частиц воды между собой и со стенками сосудов. Эта сила может достичь 300 атм.

Таким образом, движение воды из почвы по растению обусловливается тремя силами: корневым давлением, сосущей силой листьев и силой сцепления частиц воды. Транспирация происходит и летом, и зимой; опадение листьев осенью - это приспособительная особенность растений для уменьшения транспирации, так как зимой подача воды корнями из замерзшей почвы сильно затруднена. Ветер усиливает транспирацию.

Различают устьичную и кутикулярную транспирацию. Первая раз в 20 интенсивнее, чем вторая.

Процесс устьичной транспирации можно подразделить на следующие этапы:

1) Переход воды из клеточных оболочек, где она находится в капельно-жидком состоянии, в межклетники. Это собственно процесс испарения. На этом этапе растение способно регулировать процесс транспирации (внеустьичная транспирация). Вода испаряется из капилляров. Когда воды в клетках достаточно, клеточные оболочки насыщены водой, силы поверхностного натяжения ослаблены. В этом случае молекулы воды легко отрываются и переходят в парообразное состояние, заполняя межклетники. При уменьшении содержания воды увеличиваются силы поверхностного натяжения, и вода с большей силой удержи-вается в клеточных оболочках. В результате интенсивность испарения сокращается. Таким образом, уже на первом этапе растение испаряет тем меньше воды, чем меньше ее содержится.

2) Выход паров воды из межклетников через устьичные щели. Как только часть паров воды выйдет из межклетников через устьичные щели, так сейчас же этот недостаток восполняется за счет испарения воды с поверхности клеток. Поэтому степень открытости устьиц является основным механизмом, регулирующим интенсивность транспирации. На этом этапе вступает в действие устьичная регулировка транспирации. При недостатке воды в листе устьица автоматически закрываются.

3) Диффузия паров воды от поверхности листа в более далекие слои атмосферы. Этот этап регулируется лишь условиями внешней среды.

Известно, что одно растение кукурузы за вегетационный период испаряет 150 кг воды, подсолнечника - 200 кг, гороха - 4 кг. Один гектар поля теряет за вегетационный период примерно 2000-2500 т воды.

Транспирация необходима растению, так как благодаря ей в растение поступают нужные ему минеральные вещества и не происходит перегрева листьев.

Количество воды, испаряемое с 1 м 2 листовой поверхности за 1 ч, называется интенсивностью транспирации .

Очень небольшое количество воды, проходящей по растению, используется на образование органического вещества. Оно составляет всего 0,2 %, а 99,8 % испаряется. Количество воды, необходимое растению для создания 1 г сухого вещества, называется транспирационным коэффициентом . Его величина колеблется от 300 до 1000 г. У кукурузы он равен 233, у гороха - 416, гречихи - 578, картофеля - 636.

Транспирационный коэффициент может меняться в зависимости от внешних условий: влажности воздуха, температуры, влажности почвы, света, ветра.

Другой единицей сравнения растений в этом отношении будет продуктивность транспирации - количество граммов сухого вещества, образующегося при испарении 1 л (1000 г) воды. Чаще всего она равна 3-5 г.

Относительная транспирация - отношение воды, испаряемой листом, к воде, испаряемой со свободной водной поверхности той же площади за один и тот же промежуток времени.

Экономность транспирации - количество испаряемой воды (в мг) на единицу (1 кг) воды, содержащейся в растении.

Вопросы для самоконтроля

1. Какие вещества поступают в растение с восходящим током? Каковы причины восходящего тока?

2. Как происходит движение органических веществ по растению?

3. Что такое транспирация, от чего она зависит?

4. Что называют транспирационным коэффициентом? Чему он примерно равен?

5. Чем обусловливается транспирация?

6. Какие опыты доказывают существование корневого давления?

7. Какой опыт показывает сосущее действие листьев?

8. Что происходит при кольцевом надрезе веточки дерева?

Рекомендуемая литература: [ 3 ] , [ 4 ] , [ 6 ] , [ 11 ] , [ 12 ] , [ 13 ] .

3.1. Общее уравнение фотосинтеза

Фотосинтез - это процесс трансформации поглощенной организмом энергии света в химическую энергию органических соединений. Главную роль в этом процессе играет использование энергии света для восстановления СО 2 до уровня углеводов. Однако в процессе фотосинтеза могут восстанавливаться сульфат или нитрат, образовываться Н 2 ; энергия света расходуется также на транспорт веществ через мембраны и на другие процессы. Поэтому часто говорят о фототрофной функции фотосинтеза, понимая под этим использование энергии света в различных реакциях в живом организме. Фотосинтез осуществляют высшие растения, водоросли и некоторые бактерии. Он играет определяющую роль в энергетике биосферы.

Фотосинтез описывают следующими уравнениями:

4Н 2 О ® 4ОН - - 4е - +4Н + ® 2Н 2 О + О 2 + 4Н +

2НАДФ + 4е - + 2Н + ® 2НАДФ×Н

2Н + + 2НАДФ×Н + СО 2 ®2НАДФ +Н 2 О+СН 2 О

Все живые организмы дышат, т. е. поглощают кислород и выделяют углекислый газ и воду. При этом происходит разложение органических веществ и выделение энергии, необходимой для жизни каждой клетки, всего растения.

Суммарное уравнение дыхания: С 6 Н 12 О 6 + 6О 2 ® 6СО 2 + 6Н 2 О.

Данная формула характеризует начальный и конечный момент процесса дыхания. В действительности этот процесс многоступенчатый. Он состоит из целого ряда последовательно идущих окислительно-восста-новительных реакций.

Итак, для дыхания нужно органическое вещество, включающее в себя запас потенциальной энергии, и кислород.

4.1. Превращение веществ в растении и дыхание

В качестве органических веществ, необходимых для дыхания, служат в основном углеводы, белки и жиры. Типичным соединением, окисляемым в процессе дыхания, является глюкоза. Энергетически наиболее выгодным для дыхания веществом является жир. 1 г жира при окислении до СО 2 и Н 2 О дает 9,2 ккал, белки - 5,7 ккал, углеводы - 4 ккал. Процесс превращения исходного органического вещества до более простых и затем до СО 2 и Н 2 О требует большого числа различных ферментов.

Объемы выделенного при дыхании углекислого газа и поглощенного кислорода, судя по уравнению, должны быть равны. Отношение СО 2: О 2 называется дыхательным коэффициентом. Если исходным дыхательным материалом является сахар, то этот коэффициент обычно равен 1.

В том случае, когда исходным материалом будут жиры или белки, на окисление которых нужно больше кислорода из воздуха, дыхательный коэффициент снизится до 0,7-0,8.

Например, если исходным веществом будет стеариновая кислота, то процесс дыхания пойдет по суммарному уравнению:

С 18 Н 36 О 2 + 260 2 ® 18СО 2 + 18Н 2 О.

Здесь дыхательный коэффициент будет равен 18:26 = 0,69.

Если же исходным веществом будут соединения, богатые кислородом, то для их окисления потребуется меньше кислорода воздуха, и дыхательный коэффициент повысится.

Так, при дыхании за счет щавелевой кислоты уравнение примет следующий вид:

2С 2 О 4 Н 2 + О 2 ® 4СО 2 + 2Н 2 О.

Дыхательный коэффициент будет равен 4: 1 = 4.

Чем выше дыхательный коэффициент, тем ниже тепловой эффект, и наоборот. Поэтому жиры и белки отличаются более высоким тепловым эквивалентом.

Сравнивать дыхание у разных органов растения можно по выделению СО 2 на 1 г сухого вещества в единицу времени при определенной температуре, т. е. по интенсивности дыхательного процесса.

Установлено, что растущие органы дышат интенсивнее нерастущих. Прорастающие семена, цветки, плоды, мицелий грибов дышат более интенсивно, чем другие органы.

Фотосинтез и дыхание можно рассматривать как два противоположных процесса. Если в растении оба процесса будут протекать с одинаковой интенсивностью, то накопления органического вещества не будет. В пасмурную и холодную погоду такое явление может произойти. Интенсивность света, при которой количество создаваемого органического вещества при фотосинтезе равно трате его на дыхание, называется компенсационной точкой. Для световых и теневых растений компенсационная точка будет различная.

4.2. Факторы, влияющие на процесс дыхания

На процесс дыхания влияют температура, влажность, наличие ядовитых веществ и физических агентов, содержание кислорода в воздухе.

Температура. Влияние температуры на жизненные процессы подчиняется правилу Вант-Гоффа. При повышении температуры на каждые 10 °С скорость процесса удваивается. Это ускорение носит название температурного коэффициента (Q 10). Он равен примерно 2. Закон Вант-Гоффа действует в пределах до 40 °С. Дыхание у растений происходит в довольно широких границах температур.

У зимующих растений дыхание можно обнаружить и при 20-25 °С мороза. Оптимальная температура для дыхания прорастающих семян 30 и 40 °С. При температуре 50 °С дыхание прекращается, так как белки цитоплазмы свертываются.

Насыщенность клеток водой. Вода необходима для набухания коллоидов цитоплазмы. Сухие семена ячменя (с 10-12 % гигроскопической воды) выделяют за сутки ничтожное количество углекислого газа (0,3-0,4 мг). При повышении содержания воды до 33 % (почти полном набухании) количество выделенного СО 2 достигает 2 г. Оно увеличивается примерно в 10000 раз. Поэтому хранение зерна, имеющего влажность свыше 12-14 %, приводит к потере органического вещества и всхожести. Зерно темнеет и портится («сгорает»).

Наличие ядовитых веществ и физических агентов. Такие вещества, как эфир, хлороформ, нейтральные соли щелочных и щелочно-земельных металлов, в больших дозах вызывают быстрое падение дыхания вследствие отравления растения. В малых дозах они действуют стимулирующее - дыхание повышается.

Воздействие электричеством, радиоактивными веществами, резкие перемены температуры или смена света и темноты также стимулируют дыхание.

На смену ему приходит анаэробное дыхание, т. е. дыхание без доступа свободного кислорода.

Недостаток кислорода возможен и внутри некоторых семян, имеющих плотную кожуру. Накопившийся в них углекислый газ действует на семена как анестезирующее средство (делающее их нечувствительными). Не теряя всхожести, такие семена могут длительное время находиться в почве, не прорастая (многие сорняки). В настоящее время СО 2 применяют для сохранения плодов и овощей.

4.3. Аэробное и анаэробное дыхание

Дыхание за счет кислорода воздуха называется аэробным. При отсутствии кислорода воздуха живой организм (зеленое растение, животное) не сразу умирает.

Некоторое время он живет за счет кислорода, получаемого от воды и органических веществ, имеющихся в организме. Такое дыхание называется анаэробным (бескислородным). При нем органическое вещество разлагается не до СО 2 и Н 2 О, а лишь до спирта и углекислоты. Поэтому энергии выделяется значительно меньше. Анаэробное дыхание протекает по следующей суммарной формуле:

С 6 Н 12 О 6 ® 2С 2 Н 5 ОН + 2СО 2 + 24 ккал.

Две молекулы спирта содержат потенциальную энергию, равную
650 ккал. Малое количество энергии, получаемое от анаэробного дыхания, не дает возможности организму долго существовать, и он вскоре умирает. Напомним, что энергия организму нужна для всех жизненных процессов - роста, движения, размножения, передвижения веществ и т. д.

При аэробном (или нормальном) дыхании при окислении одной молекулы глюкозы выделяется 686 ккал, т. е. в 27 раз больше, чем в тех же условиях при анаэробном дыхании.

4.4. Брожение

Спиртовое брожение

Анаэробное дыхание, наблюдаемое при отсутствии кислорода у высших растений, является нормальным явлением для ряда низших организмов. Особенно энергично оно протекает у дрожжей. Их анаэробное дыхание называется спиртовым брожением.

Пастер в 1860 г. доказал, что для дрожжей спиртовое брожение необходимо, так как оно дает им энергию для существования в бескислородной среде. Брожение Пастер охарактеризовал как «жизнь без кислорода».

Спиртовому брожению подвергаются только углеводы с 3, 6 и 9 углеродными атомами. Другие углеводы должны предварительно превратиться в названные выше.

Суммарная формула спиртового брожения аналогична формуле анаэробного дыхания:

С 6 Н 12 0 6 ® 2СО 2 + 2С 2 Н 5 ОН + 24 ккал.

Дрожжи могут существовать до накопления 14-16 % спирта, поэтому крепость виноградных вин не превышает 14-16 °С. Более крепкие напитки естественным брожением не могут быть получены. Их изготовление проводится иным способом. Спиртовое брожение используется в виноделии, пивоварении, спиртовой промышленности и хлебопечении.

Кислотное брожение

Из других видов брожения наиболее важными являются молочнокислое, масляно-кислое и уксусно-кислое.

Молочно-кислое брожение вызывается бактериями, которые разлагают сахар на две частицы молочной кислоты с выделением небольшого количества энергии по формуле:

С 6 Н 12 О 6 = 2СН 3 СНОНСООН + 24 ккал.

Эта реакция протекает при нормальном скисании молока. Она может протекать и при доступе кислорода. Кроме углеродсодержащих веществ, молочно-кислым бактериям для жизни требуются азотистые и зольные вещества, а также витамины.

Молочно-кислое брожение используется при изготовлении различных молочных продуктов (кефира, кумыса, ацидофилина), разнообразных сыров, при квашении капусты, огурцов, при силосовании кормов.

Масляно-кислое брожение вызывается масляно-кислыми бактериями (из рода клостридиум). Они разлагают сахар с образованием масляной кислоты, углекислоты и водорода по формуле:

С 6 Н 12 О 6 = СН 3 СН 2 СН 2 СООН + 2СО 2 + 2Н 2 + 15 ккал.

Часто реакция несколько видоизменяется в связи с получением дополнительных продуктов.

Процесс идет лишь при полном отсутствии кислорода. Разложению подвергаются не только гексозы, но и другие соединения.

Уксусно-кислое брожение заключается в окислении спирта кислородом воздуха. Возбудителями его являются некоторые бактерии, дрожжи и плесневые грибы.

Это брожение можно выразить уравнением:

СН 3 СН 2 ОН + О 2 = СН 3 СООН + Н 2 О + 117 ккал.

Уксусно-кислое брожение отличается от предыдущих. Исходным продуктом здесь является этиловый спирт, а не глюкоза. Кроме того, этот тип брожения хотя и вызывается низшими организмами, требует доступа кислорода, т. е. имеет сходство с дыханием высших растений.

Поскольку этиловый спирт окисляется не до Н 2 О и СО 2 , а до Н 2 О и уксусной кислоты, которая сама еще может быть окислена, выделяется всего 117 ккал.

Уксусно-кислое брожение является причиной прокисания пива, виноградного вина. Его используют для получения уксуса из слабых виноградных вин и разведенного спирта.

4.5. Дыхание и брожение в современном изложении

Процессы дыхания и брожения имеют очень сложные срединные звенья, связанные с образованием многих промежуточных продуктов. Благодаря этому указанные процессы тесно связаны с общим обменом веществ в растении.

В результате более детального исследования спиртового брожения было выяснено, что оно является по существу первой фазой дыхания. Лишь вторая фаза, после образования пировиноградной кислоты, будет у обоих процессов различна. Первая (общая) фаза для процесса дыхания и процесса спиртового брожения (анаэробного дыхания) носит название гликолиза. Она включает распад глюкозы до пировиноградной кислоты. Далее при дыхании происходит ступенчатое превращение последней в присутствии кислорода в СО 2 и Н 2 О с выделением (в целом) 686 ккал энергии. Оно называется циклом Кребса. При брожении пировиноградная кислота в отсутствие кислорода постепенно превращается в спирт и СО 2 с выделением 24 ккал.

Для гликолиза характерно образование ряда органических кислот, участие многих ферментов и фосфорных соединений с макроэргическими связями (АДФ и АТФ), затем никотинамидаденина (НАД) - вещества, необходимого для работы некоторых ферментов, коэнзима А (КоА) - сложного сульфгидрильного соединения, способного временно присоединять к себе некоторые вещества.

АТФ в растении образуется не только в хлоропластах, о чем было сказано ранее, но и в митохондриях, при наличии кислорода и окислительных ферментов. Такой способ образования АТФ называется окислительным фосфорилированием (в отличие от фотосинтетического фосфорилирования). Энергию для реакции АДФ + Н 3 РО 4 ® АТФ + Н 2 О растение получает в результате процесса дыхания, а не солнца. При переходе АТФ®АДФ растение получает 8- 10 ккал, которые используются для эндотермических (требующих затраты энергии) реакций.

Чтобы яснее представить сложность гликолиза, рассмотрим ход последовательных превращений глюкозы до пировиноградной кислоты:

Глюкоза ® Глюкозо-6-фосфат ® Фруктозо-1,6-дифосфат ®
® 3-Фосфоглицериновый альдегид-1,3 ® Дифосфоглицериновая кислота ® 3-Фосфоглицериновая кислота ® 2-Фосфоглицериновая кислота ® Фосфоэнолпировиноградная кислота ® Энолпировиноградная кислота ® Пировиноградная кислота.

Образовавшаяся пировиноградная кислота в процессе дыхания претерпевает превращения по циклу Кребса, которые схематически можно представить следующим превращением кислот:

Цикл Кребса

Образовавшаяся щавелево-уксусная кислота после отнятия СО 2 снова переходит в пировиноградную кислоту. Если же щавелево-уксусная кислота соединится с уксусной кислотой, то получится лимонная кислота. Она в результате присоединения воды, дегидрирования (переноса водорода), декарбоксилирования (отщепления СО 2) и действия ферментов снова проходит многоступенчатые превращения. Нередко цикл Кребса называют лимонно-кислым циклом. В ходе видоизменения одних кислот в другие выделяются СО 2 и Н 2 О. Углерод окисляется кислородом воды, а не кислородом из внешней среды. Последний же окисляет выделяющийся водород и образует воду.

Некоторые кислоты (фумаровая, яблочная и др.), присоединяя NН 3 , дают аминокислоты для образования белков. Уксусная кислота может служить материалом для образования жирных кислот и жиров.

Между начальной и финальной фазой процесса дыхания имеется целая серия новообразований различных соединений, которые могут быть использованы растением в обмене веществ.

Пировиноградная кислота (СН 3 СОСООН) в анаэробных условиях претерпевает другие превращения. Под влиянием фермента (декарбоксилазы) от нее отщепляется углекислый газ, и тогда образуется и уксусный альдегид (СН 3 СНО). Он присоединяет к себе Н (от НАД∙Н 2) и превращается в этиловый спирт (С 2 Н 5 ОН) - конечный продукт спиртового брожения сахара.

Таким образом, разница между аэробным и анаэробным дыханием имеется лишь во второй фазе - после образования пировиноградной кислоты.

Вопросы для самоконтроля

1. В чем сущность процесса дыхания?

2. Каково суммарное уравнение процесса дыхания?

3. В чем состоит окислительное фосфорилирование?

4. В чем заключается гликолиз?

5. Что охватывает цикл Кребса?

6. Чем характеризуются анаэробное дыхание и спиртовое брожение?

7. Как происходят масляно-кислое и молочно-кислое брожения? Где они встречаются?

8. Какова энергетическая сторона процесса дыхания и процесса брожения?

9. Какие опыты доказывают наличие процесса дыхания у растений?

10. Что называется дыхательным коэффициентом?

Рекомендуемая литература: [ 3 ] , [ 4 ] , [ 6 ] , [ 11 ] , [ 12 ] , [ 13 ] .

5.1. Химический состав растений

Анализ сухого вещества растений показывает, что в нем содержатся углерод (45 %), кислород (42 %), водород (6,5 %), азот (1,5 %), зольные элементы (5 %).

Все элементы, встречающиеся в растениях, принято делить на три группы:

1. Макроэлементы . В эту группу входят элементы, содержание которых в сухой массе растения колеблется от десятков процентов до сотых долей процента. Сюда относятся все органогены (элементы, входящие в органическую часть сухого вещества): углерод (С), кислород (О), водород (Н), азот (N) - и зольные элементы: калий (К), кальций (Са), кремний (Si), магний (Mg), натрий (Na), железо (Fe), фосфор (Р), сера (S),алюминий (А1), хлор (С1).

2. Микроэлементы. К микроэлементам относятся элементы, содержание которых в сухой массе растения составляет от тысячных до стотысячных долей процента. В эту группу входят марганец (Мn), бор (В), стронций (Sr), медь (Сu), литий (Li), йод (J), бром (Вг), никель (Ni), молибден (Мо), кобальт (Со).

3. Ультрамикроэлементы . Содержание ультрамикроэлементов в сухой массе растения измеряется миллионными долями процента. Это цезий (Cs), селен (Se), кадмий (Cd), ртуть (Hg), серебро (Ag), золото (Аu), радий (Ra).

Многие элементы, хотя и встречаются в растении, не являются необходимыми для него. Зато без некоторых из них растение не может расти и развиваться, хотя требуемое количество их является минимальным.

Отдельные элементы на разных этапах развития растения поглощаются неодинаково. Наибольшее количество зольных элементов требуется во время цветения и образования семян. Больше всего зольных элементов накапливается в листьях. В них имеется 5-30 % золы от сухой массы, в то время как в стеблях - 4 %, корнях - 5 %, а в семенах - 3 %.

5.2. Роль азота в почвенном питании растений

Растения получают азот из содержащихся в почве солей азотистой и азотной кислот, а также из аммонийных соединений. Азот органических веществ почвы должен быть переведен в указанные соли микроорганизмами. Лишь тогда он становится доступным для растений. Хотя азота в растениях количественно содержится мало, его значение нельзя недооценивать. Азот входит в состав аминокислот, белков, АТФ, АДФ, хлорофилла, некоторых витаминов и ферментов. Недостаток азота в почве вызывает недоразвитость растений, изменения в окраске листьев. Избыток азота способствует бурному росту вегетативных органов в ущерб плодоношению. Из четырех органогенов (С, Н, О, N) именно об азоте необходимо заботиться, так как в доступной для питания растений форме его очень мало в окружающей среде.

В воздухе паров аммиака и окислов азота немного. Поэтому существенной роли в питании растений они не играют.

В почве на 1 кг примерно приходится органического азота 2 г, аммиачного 0,02 г и нитратного 0,03 г. Органический азот должен быть переведен гнилостными и нитрифицирующими бактериями в неорганические соединения. Тогда он станет доступным растениям. Этот перевод органического азота, минерализация его, протекает в два этапа. Первый называется аммонификацией . Он заключается в разложении органических веществ почвы с образованием аммиака (NН 3). Второй этап носит название нитрификации . Сущность его - превращение летучего вещества - аммиака - в азотистую, а затем в азотную кислоту. Осуществляется это в результате деятельности разных видов бактерий. Сначала с помощью аэробной бактерии нитрозомонас аммиак переводится в азотистую кислоту по формуле:

2NH 3 + 3О 2 = 2НNО 2 + 2Н 2 О + 158 ккал.

Затем под действием аэробной бактерии нитробактер азотистая кислота переводится в азотную:

2НNО 2 + О 2 = 2НNО 3 + 38 ккал.

В почве азотная кислота вступает в реакции с другими соединениями, в результате чего образуются питательные для растений соли: KNO 3 , NaNO 3 , Ca(NO 3) 2 , NH 4 NO 3 .

Таким образом, в процессе нитрификации количество азотсодержащих солей в почве повышается. Оба этапа превращения азота требуют свободного кислорода. Поэтому рекомендуется производить рыхление почвы, чтобы улучшить условия жизни и деятельности аэробных бактерий.

При отсутствии воздуха в почве создаются анаэробные условия, в результате чего развивается деятельность денитрифицирующих бактерий. Они разлагают азотистые соединения, высвобождая из них свободный азот, улетучивающийся в атмосферу. Таким образом, ценное для растения вещество - азот - теряется для растения. Этот нежелательный процесс называется денитрификацией .

Поступившие в растения соли азотной кислоты в корнях и листьях восстанавливаются по следующей схеме:

HNO 3 ® HNO 2 ® H 2 OH ® NH 3 ® NH 2 ® Аминокислоты ® Белок.

Кроме нитрификации пополнению доступных растению форм азота способствует деятельность свободноживущих и симбиотических форм бактерий.

Связывание свободного азота бактериями

Живущие в почве бактерии, принадлежащие к родам клостридиум и азотобактер, способны связывать молекулярный азот (N 2) атмосферы и переводить его в доступные для растений формы.

Клостридиум (Clostridium pasteurianum) - анаэробная бактерия.
В почве она живет в сообществе с аэробными бактериями, которые поглощают кислород и создают для нее анаэробные условия. Клостридиум вызывает масляно-кислое брожение, в результате которого разлагается сахар, образуется масляная кислота, углекислый газ, водород и высвобождается немного энергии. Используя энергию и водород, клостридиум усваивает N 2 атмосферы, переводя его в NH 3 . Затем NH 3 превращается в другие соединения азота.

Другой фиксатор азота - азотобактер (Azotobacter chroococcum) - аэробная бактерия. Энергию для связывания азота она получает от дыхания. На 1 г разложенного сахара азотобактер фиксирует 5-20 мг азота.

Кроме названных микроорганизмов связывают азот клубеньковые бактерии из рода ризобиум (Rhizobium). Фиксировать азот эти бактерии могут, лишь находясь в теле бобового растения. Клубеньковые бактерии находятся в симбиозе с бобовыми растениями. Проникая через корневой волосок в первичную кору корня, они быстро в нем размножаются, вызывают деление паренхимных клеток и образование клубенька. Сначала бактерии живут за счет бобового растения, а затем начинают фиксировать азот. Возникает аммиак (NН 3), а из него -аминогруппы (NH 2). Образовавшихся азотистых веществ хватает для удовлетворения потребностей и бактерий и бобового растения. Часть азотистых веществ выделяется из корней в почву.

Деятельность клубеньковых бактерий значительно эффективнее, чем свободноживущих азотфиксаторов. Клубеньковые бактерии могут полностью компенсировать убыль азотистых веществ, выносимых из почвы культурными растениями (50 кг с гектара и более).

5.3. Роль зольных макроэлементов
в минеральном питании растений

Главнейшими зольными макроэлементами являются фосфор, сера, калий, кальций, магний, железо и натрий. Каждый из них строго специфичен и не может быть заменен другим.

Фосфор (Р) воспринимается растением только в форме высшего окисла (РО 4 3-) и не восстанавливается. Растение использует как неорганические, так и некоторые органические соединения фосфора (фосфорные эфиры сахаров и др.).

Фосфор входит во многие жизненно важные вещества. В органических соединениях содержится около 50 % фосфора, имеющегося в растении. Он входит в состав АДФ и АТФ, нуклеиновых кислот, нуклеотидов, фосфатидов и ряда ферментов. Недостаток его отрицательно сказывается на росте растения. Соли фосфорной кислоты способствуют удержанию рН клеточного сока на определенном уровне.

После отмирания растений фосфорные соединения подвергаются минерализации. Образовавшаяся при этом фосфорная кислота дает труднорастворимые соли (кальция, магния и железа). Благодаря корневым выделениям происходит растворение их, и фосфор вновь используется растением.

Сера (S) играет роль в окислительно-восстановительных процессах. Она входит в состав белков, кофермента А, витамина В 1 . В растении содержатся доли процента серы от сухого вещества. Наибольшее содержание серы - в листьях и семенах. Недостаток серы вызывает пожелтение жилок листа.

Усваивается сера в виде аниона SO 4 из солей серной кислоты. В присутствии углеводов в листьях и отчасти в корнях происходит восстановление серы. В органические вещества она входит в виде сульфгидрильной (SH) и дисульфидной (-S-S-) группы.

При разложении органического вещества, содержащего серу, освобождается сероводород (H 2 S). Благодаря деятельности серобактерий он окисляется до серной кислоты. С катионами почвы образуются доступные для растений соли.

Хлор (С1) в небольших дозах требуется всем растениям. Он оказывает влияние на поступление РО 4 и других анионов. Хлор входит в состав некоторых ферментов (карбоксилазы). Соли, содержащие хлор, физиологически кислые.

Калий (К) в наибольших количествах содержится в молодых органах растений (до 50 % от массы золы). Он оказывает большое влияние на состояние цитоплазмы, на синтез и распад белков, активирует некоторые ферменты и влияет на осмотическое давление клеточного сока. Калий усваивается растением из солей КСl, KNO 3 , КН 2 РО 4 , K 2 SO 4 . Недостаток калия вызывает пожелтение кончиков и краев листьев.

Магний (Mg) входит в состав хлорофилла. Он принимает участие в превращении веществ, влияет на деятельность ферментов, увеличивает вязкость цитоплазмы и уменьшает гидратацию коллоидов. Магний поступает в растение из солей MgSO 4 , MgCl 2 , Mg(NO 3) 2 и др.

Кальций (Са) - ценный элемент питания растений. Он является антагонистом одновалентных катионов. Кальций влияет на строение цитоплазмы, увеличивает ее вязкость. При недостатке его происходит неправильное деление ядра и отмирание точки роста. Кальций обусловливает поступление в клетку катионов, нейтрализует накапливающиеся в растении органические кислоты.

Кальций улучшает структуру почвы, поэтому на кислых почвах вносят известь. Ионы его способствуют поступлению в растения бора, марганца и молибдена.

Железо (Fe) входит в состав ферментов, катализирующих образование хлорофилла. Без железа вырастают лишенные зеленой окраски хлоротические растения.

Железо необходимо также для окислительно-восстановительных ферментов, оно играет роль в процессах фотосинтеза и дыхания и поэтому нужно не только зеленым, но и бесхлорофилльным организмам. Известно влияние железа на рост. При отсутствии этого элемента точка роста стебля отмирает, междоузлия уменьшаются. Отсутствие железа вызывает также опадение бутонов и отмирание живых клеток.

Натрий (Na) в наибольшем количестве встречается у растений засоленных почв (галофитов). Он повышает осмотическое давление в клетках и способствует поглощению воды из почвы. Натрий вытесняет другие катионы из поглощающего комплекса почвы и делает их доступными для растений. Вместе с тем он может вытеснять из растения катионы и нарушать их баланс, что не желательно.

5.4. Роль микроэлементов в минеральном питании
растений

Растению требуются ничтожные количества микроэлементов. Отсутствие их сейчас же выявляется. Тогда следует внести соответствующие микроудобрения. К микроэлементам относятся бор, марганец, цинк, медь, молибден и др.

Бор (В) влияет на ростовые процессы. При отсутствии его верхушечные почки и корешки отмирают, цветки опадают или не завязываются плоды, на корнях бобовых снижается число клубеньков. Многие растения, лишенные бора, подвержены заболеванию. Наиболее требовательны к бору лен, сахарная свекла, гречиха, подсолнечник, бобовые. Недостаток бора чаще ощущается на дерново-подзолистых почвах.

Марганец (Мn) - микроэлемент, при отсутствии достаточного количества которого у плодовых возникает хлороз. У ряда растений без марганца развиваются различные болезни. У злаков в основании молодых листьев выявляется серая пятнистость. Избыток марганца вызывает коричневую пятнистость. Марганец активирует некоторые ферменты, способствует фотосинтезу. Содержание этого элемента в растениях подвержено резким колебаниям.

Цинк (Zn) входит в состав некоторых ферментов, способствует распаду Н 2 СО 3 до воды и углекислого газа, а также синтезу ростовых веществ. Недостаток цинка обнаруживается у растений по хлоротической пятнистости и бронзовой окраске листьев, ослабленному росту, мелколистности, розеточности.

Медь (Сu) играет большую роль в активности ферментов хлоропластов, повышает морозоустойчивость растений. Недостаток меди особенно ощущается злаками и свеклой на торфяных почвах. У плодовых отсутствие меди в почве вызывает суховершинность. Недостаток меди часто ощущается в болотных и дерново-подзолистых почвах.

Молибден (Мо) необходим азотфиксирующим бактериям. Он способствует восстановлению нитритов. Очень мало молибдена в болотных почвах.

Вопросы для самоконтроля

1. Какие элементы являются органогенами, их процентное содержание в сухом веществе растения?

2. Какие зольные микроэлементы вы знаете? Какова их роль в растении?

3. Какие микроэлементы вам известны? Какую роль они играют в жизни растений?

4. Что такое хлороз и чем он вызывается?

5. Как осуществляется питание растений азотом?

6. В чем сущность нитрификации и денитрификации?

7. Какую роль играют клубеньковые бактерии?

Рекомендуемая литература: [ 3 ] , [ 4 ] , [ 6 ] , [ 11 ] , [ 12 ] , [ 13 ] , [ 15 ] .

6.1. Общие понятия о росте и развитии растений

Рост - это процесс новообразований в организме, часто связанный с необратимым увеличением размеров растения. Мы наблюдаем за процессом роста, смотря на прорастающие семена, раскрывающиеся почки, созревающие плоды. В растении осуществляется рост клеток, тканей, органов. Одновременно происходит формирование растительного организма, его развитие.

Рост и развитие - взаимосвязанные проявления единого процесса жизни, но они не тождественны.

Под развитием подразумевают качественные морфологические и физиологические изменения, которые происходят в течение жизни растительного организма.

Клетка при своем росте проходит три фазы: эмбриональную (деления), растяжения и дифференциации.

Первая фаза (эмбриональная) характеризуется непрерывным делением клеток. Размеры эмбриональных клеток сравнительно небольшие. Дочерние клетки, достигнув величины материнских клеток, снова делятся. Необходимо, чтобы к ним был приток веществ для образования новых клеток.

Обычно делящиеся клетки находятся в верхушках (апексах) стебля и корня, составляя меристематические ткани.

Ниже конусов нарастания эмбриональные клетки перестают делиться и переходят во вторую фазу роста - фазу растяжения. Главное отличие ее от первой - образование больших вакуолей за счет воды, увеличивающих размер клеток. Последние сильно вытягиваются (наблюдается наибольший рост органа). Увеличение размера клетки сопровождается также некоторым нарастанием количества цитоплазмы и клеточной оболочки.

После фазы растяжения клетка вступает в фазу дифференциации и приобретает индивидуальные черты. Одни клетки превращаются в сосуды, другие - в ситовидные трубки, у третьих - сильно увеличивается и видоизменяется оболочка и т. д. Благодаря специфичной изменчивости клеток возникают различные ткани.

6.2. Регуляторы роста

Соединения, влияющие на рост растений, называются регуляторами роста. К ним относятся как природные ростовые вещества, так и химические ростовые препараты, применяемые в сельском хозяйстве. Из ростовых веществ (фитогормонов) рассмотрим ауксины, гиббереллины и кинины.

Ауксины создаются в верхушках (апексах) стеблей и корней, затем они перемещаются ниже - в зону растяжения клеток - и способствуют их удлинению.

Ауксины влияют на рост колеоптилей злаков, стеблей, листьев и корней растений, вызывают изгибы органов, задерживают опадение листьев и завязей, а также способствуют образованию корней у черенков. Ауксин вызывает клеточные деления (в каллюсе, в камбиальных клетках). Он способствует росту верхушечной (апикальной) почки и подавляет развитие боковых почек. При удалении верхушечной почки происходит пробуждение нижерасположенных боковых почек.

Наиболее распространенным ауксином является β-индолил-3-уксусная кислота (ИУК). Ауксин передвигается только вниз по стеблю.

Кинины , или цитокинины , стимулируют клеточное деление. В большом количестве цитокинины имеются в кокосовом молоке, в формирующихся яблоках и сливах. Цитокинины способны также активировать прорастание семян и дифференциацию почек, освобождать боковые почки от влияния верхушечной, стимулировать рост листьев и вызывать вторичное позеленение пожелтевших листьев.

Предполагается, что цитокинины могут образовываться в корнях, в молодых листьях и почках.

6.3. Ингибиторы роста

Природные ингибиторы роста . В растениях вырабатываются также вещества, подавляющие рост растений. К ним относятся кумарин, скополетин, коричная и паракумаровая кислоты, арбутин и другие фенольные соединения. В 1936 г. Эддикотом с сотрудниками был описан природный ингибитор - абсцизовая кислота. Она задерживает прорастание семян, тормозит рост отрезков колеоптилей и ускоряет опадение черешков листьев. Другой ингибитор - продукт жизнедеятельности растительных тканей - этилен. Он подавляет формообразовательные процессы, активируемые ауксинами, усиливает процесс опадения листьев. Даже при содержании в воздухе в концентрации 0,0001 % этилен вызывает пожелтение и опадение листьев. Природные ингибиторы содержатся в корнях, клубнях, корневищах, листьях и семенах. Ингибиторы блокируют биохимические процессы, сопутствующие нормальному росту. Перед наступлением покоя клубней, семян и почек они накапливаются, а природные ауксины исчезают. При разрушении ингибиторов усиливаются ростовые процессы.

Синтетические ингибиторы роста . К синтетическим ингибиторам принадлежат искусственные препараты: гербициды, ретарданты, дефолианты и десиканты.

Гербициды - синтетические препараты, уничтожающие сорную растительность. Имеется очень много гербицидов (неорганических и органических).

Гербициды могут быть общеистребительные и избирательного действия. Первые уничтожают все зеленые растения, произрастающие на данном участке. Их употребляют при обработке жнивья, для уничтожения сорной растительности вдоль дорог и т. д.

Гербициды избирательного действия при определенной концентрации и использовании в определенной фазе развития растений могут уничтожать сорняки, не повреждая культурных растений. Действие этих гербицидов основано на различной реакции цитоплазмы клеток разных растений на применяемые вещества. Вместе с тем гербициды могут быть местного действия (контактные гербициды) и передвигающиеся. Контактные гербициды повреждают чаще всего стебли и листья, т. е. те органы, которые опрыскиваются. Передвигающиеся гербициды характеризуются тем, что они, попав на стебли и листья, передвигаются затем по растению, проникают в корни и повреждают их. Вторжение гербицидов в клетки вызывает нарушение обмена веществ в них и хода ростовых процессов.

Ретарданты - синтетические вещества, замедляющие рост растений. Они подавляют деление клеток в верхушечных меристемах (гибберелловая кислота восстанавливает его). Их применяют в полеводстве для укорачивания стеблей злаков, чтобы они не полегали. В садоводстве ретарданты используют для задержки роста вегетативных побегов и усиления плодоношения.

6.4. Влияние внешних условий на рост

Температура для роста разных растений требуется различная. Различают минимальную, оптимальную и максимальную температуру.

Различная температура требуется для роста и их разных органов. На всех этапах развития растения требования к температуре также не одинаковы.

Большинство покрытосеменных растений погибает при воздействии температуры 50 °С, хотя сине-зеленые водоросли и бактерии могут жить в горячих источниках с температурой 60-80 °С.

Свет оказывает большое влияние на рост и развитие высших растений. Имеет значение не только интенсивность света, но и продолжительность освещения в течение суток. При продвижении от экватора к полюсу и от низин в горы они сильно меняются. В темноте хлорофилл не образуется, фотосинтез не происходит. В таких условиях рост может продолжаться лишь за счет имеющихся запасных веществ, но характер роста будет не таким, как в нормальных условиях. Выросшие в темноте этиолированные растения будут желтоватого цвета, с длинными междоузлиями, с плохо развитыми механическими тканями.

Воздух . Нормальное содержание кислорода в воздухе (21 %) вполне достаточно для роста растений. Некоторым из них хватает и несколько меньшего содержания О 2 в воздухе. Для молодых растений риса достаточно 3 % кислорода. Более чувствительны к недостатку кислорода корни, но и здесь имеются индивидуальные различия. Для роста корней овса оптимум будет при 8 % О 2 , томата - 16 %, а сои - 6 %.

Вода - фактор, необходимый для всех процессов, в том числе и роста. При недостатке воды в почве семена не трогаются в рост, фаза растяжения у корней быстро заканчивается и корневая система недоразвивается. Отсутствие осадков в период, предшествующий стеблеванию злаков, снижает урожай.

Искусственное орошение способствует росту и урожайности растений.

Химические раздражители также влияют на рост растений. Некоторые из них являются ядовитыми. В малых дозах они задерживают рост, в больших дозах вызывают отравления и даже гибель. Ядовитыми веществами являются соли тяжелых металлов (медные, свинцовые, серебряные и др.) и органические соединения - эфир, хлороформ, толуол, некоторые кислоты (особенно щавелевая).

При значительных концентрациях подавляет рост углекислый газ. Он приостанавливает развитие грибов. Поэтому этот газ стали использовать для сохранения плодов и овощей, отличающихся пониженной жизнедеятельностью. Для прорастающих семян его применять нельзя.
В очень слабых дозах некоторые ядовитые вещества могут стимулировать рост.

6.5. Периодичность роста растений

Рост растений - процесс непостоянный. Период более активного роста сменяется затуханием процесса. Растение впадает в период покоя. В средних широтах в зимний период деревья пребывают в состоянии такого покоя.

Луковицы, корневища, почки, семена также находятся во внешне безжизненном (анабиозном) состоянии. Но в их клетках обмен веществ не прекращается, они не теряют своей жизнеспособности.

Весной растения вновь проявляют активный рост. В тропических странах период покоя вызывается засушливыми условиями. Последние могут вызвать приостановку роста и в наших условиях летом. Тогда наблюдается засыхание листьев, побегов, летний листопад.

Кроме временного (вынужденного) покоя из-за отсутствия благоприятных внешних условий различают длительный (глубокий) покой, вызываемый внутренними факторами. Так, например, только что убранный осенью картофель не прорастает при наличии всех внешних условий. Во второй же половине зимы начинается бурное прорастание глазков картофеля. У веток разных деревьев, срезанных зимой и внесенных в комнатное помещение, почки будут раскрываться разновременно - период длительного покоя у них различный. У липы, дуба, бука, ясеня этот период длительный, у ивы его совсем нет. Зацветание ветвей вишни в зимний период зависит от времени их срезания.

Работы П. А. Генкеля и его сотрудников показали, что клетки покоящихся органов дают выпуклый плазмолиз, а клетки растущих органов - вогнутый. Это связано с различным состоянием у них цитоплазмы (содержанием липидов, способностью поглощать воду и др.).

6.6. Движения растений

Ростовые движения . Несмотря на прикрепление большинства растений к определенному субстрату, органы их или части органов находятся в связи с ростом в движении. Высшие растения изменяют положение своих органов в связи с различными раздражениями. Эти изменения ориентировки органов в пространстве называются тропизмами.

Геотропизм . Свойство органа расти по направлению к центру земли называется положительным геотропизмом. Он свойствен главному корню. Свойство органа расти в направлении, противоположном действию силы тяжести, называется отрицательным геотропизмом. Им обладает главный стебель (ось первого порядка).

Фототропизм . Изгиб надземных частей высших растений под влиянием света называется фототропизмом. Обычно стебли обладают положительным фототропизмом. Листья могут располагаться по отношению к свету по-разному: одни перпендикулярно, другие под тем или иным углом в зависимости от интенсивности освещения и индивидуальности самого растения. Корни большинства растений отрицательно фототропичны. Изгиб органа в сторону света объясняется тем, что свет задерживает растяжение клеток, и поэтому затемненная сторона растет быстрее, вызывая положительный фототропизм.

Хемотропизм . Ростовые изгибы под влиянием химических раздражителей вызываются односторонним воздействием ионов некоторых солей. Под влиянием анионов корень изгибается положительно; под влиянием катионов тех же солей - отрицательно. Благодаря хемотропизму осуществляется рост пыльцевой трубки в пестике, рост корней в сторону удобренных участков почвы.

Термотропизм и аэротропизм . Изменение роста корней в сторону благоприятного теплового режима называется положительным термотропизмом, а в сторону благоприятного воздушного режима - положительным аэротропизмом.

Гидротропизм. Корни обычно растут в почве в сторону влажной среды. Они положительно гидротропичны.

Часто на растение действует не один, а несколько факторов сразу. Тогда реакция организма будет на тот фактор, влияние которого сильнее.

Настические, тургорные и нутационные движения растений

Настические ростовые движения (настии) вызываются факторами, действующими не односторонне, а равномерно на все растение. Они свойственны органам, имеющим двустороннее (дорзовентральное) строение, лепесткам, листьям и т. п.

Различают настии, вызываемые сменой дня и ночи. Цветки душистого табака, дурмана закрываются днем, а раскрываются ночью. Наоборот, цветки льна, вьюнка открываются утром и закрываются на ночь. Такие движения называются никтинастическими.

Другой тип настии - термонастии . Они наблюдаются при смене температуры. Если внести закрытые цветки тюльпанов, шафранов из холодного помещения в теплое, то они через некоторое время раскроются. Наконец, некоторые цветки, например, тюльпанов, раскрываются на свету и закрываются в пасмурную погоду или к вечеру. Аналогичное явление можно наблюдать на корзинках одуванчика. Такие настии называются фотонастиями .

Сейсмонастические движения вызываются прикосновением, встряхиванием, толчками. Классическим объектом для наблюдения подобных движений является стыдливая мимоза. Если прикоснуться к листу мимозы, то все ее листочки сложатся. При сотрясении растения все ее листья целиком опускаются. Прикосновение к основанию тычиночных нитей барбариса вызывает их изгиб и удар пыльника о рыльце.

Нутационные движения (нутации) отличаются ритмичностью. Они возникают в результате колебаний тургора, вызываемых изменениями в вязкости и проницаемости цитоплазмы. Таким образом, было выяснено, что рост стебля происходит толчками. Верхушка его растет не вертикально, а по спирали.

Вопросы для самоконтроля

1. Что такое рост и развитие растений?

2. Какие фазы при своем росте проходит клетка?

3. Какими свойствами обладают ауксины?

4. Каково основное действие гиббереллинов?

5.Охарактеризуйте действие ингибиторов роста.

6. Опишите действие внешних условий на рост растений.

7. Приведите примеры ростовых движений.

Рекомендуемая литература: [ 3 ] , [ 4 ] , [ 6 ] , [ 11 ] , [ 12 ] , [ 13 ] .

Задание: выявить различия в проницаемости мембран живых и мертвых клеток и сделать вывод о причинах этих различий.

Материалы и оборудование: пробирки, штатив для пробирок, скальпель, спиртовка или газовая горелка, 30%-й раствор уксусной кислоты, корнеплод столовой свеклы.

Порядок работы

1. Корнеплод свеклы после удаления покровных тканей разрезают на кубики (сторона кубика 5 мм) и тщательно промывают водой, чтобы удалить пигмент, вышедший из поврежденных клеток.

2. По одному кусочку свеклу опускают в три пробирки. В первую и вторую наливают по 5 мл воды, в третью - 5 мл 30%-го раствора уксусной кислоты. Первую пробирку оставляют для контроля. Содержимое второй кипятят 2-3 минуты.

3. В вакуолях клеток корнеплода столовой свеклы содержится бетацианин - пигмент, придающий ткани корнеплода окраску. Тонопласты живых клеток непроницаемы для молекул этого пигмента. После гибели клеток тонопласт теряет свойство полупроницаемости, становится проницаемым, молекулы пигмента выходят из клеток и окрашивают воду.

Во второй и третьей пробирках, где клетки были убиты кипячением или кислотой, вода окрашивается, а в первой пробирке остается неокрашенной.

4. Записать результаты наблюдений.

Задание: определить количество воды, испаряемое растением за определенный промежуток времени, весовым методом.

Материалы и оборудование: весы, разновесы, ножницы, посуда, подставка, живые растения.

Порядок работы

1. U-образную трубку укрепить на подставке и налить в нее воду. Срезать c растения один лист (или небольшую ветвь с двумя листьями) и при помощи ватной пробки укрепить его в одном колене (ватная пробка не должна касаться воды, иначе вода будет испаряться и через нее). Другое колено закрыть каучуковой или пластмассовой пробкой (если нет такой трубки, можно взять простую пробирку и поверхность воды залить растительным маслом, чтобы не было испарения).

2. Взвесить прибор и одновременно маленький кристаллизатор, наполненный водой. Приборчик и кристаллизатор поместить на окно.

3. Через 1-2 ч произвести повторное взвешивание. Масса уменьшается в обоих случаях, так как происходит испарение воды.

Задание: наблюдать за устьичными движениями, объяснить причину устьичных движений, зарисовать устьица в воде и в растворах 5-ти и
20%- го глицерина.

Цель работы: наблюдать за устьичными движениями в воде и в растворе глицерина.

Материалы и оборудование: растворы глицерина (5-ти и 20%-й), 1М раствор сахарозы, микроскопы, предметные и покровные стекла, препаровальные иглы, фильтровальная бумага, бюксы, листья любых растений.

Порядок работы

1. Приготовить несколько срезов нижней эпидермы листа и поместить их на 2 ч в 5%-й раствор глицерина. Глицерин проникает в вакуоли замыкающих клеток, понижает их водный потенциал и, следовательно, повышает их способность насасывать воду. Срезы помещают на предметное стекло в том же растворе, отмечают состояние клеток и зарисовывают их.

2. Заменить глицерин водой, оттягивая его из-под стекла фильтровальной бумагой. При этом наблюдается открывание устьичных щелей. Препарат зарисовать.

3. Воду заменить сильным осмотиком - 20%-ным раствором глицерина или 1М раствором сахарозы. Наблюдают закрывание устьиц.

Задание: изучить процесс образования первичного крахмала в листьях.

Материалы и оборудование: спиртовки, водяные бани, ножницы, электроплитки, лампы накаливания в 200-300 Вт, посуда, живые растения (тыква, фасоль, пеларгония, примула и др.), этиловый спирт, раствор йода в йодистом калии.

Порядок работы

1. При помощи крахмальной пробы доказать, что в процессе фотосинтеза образуется крахмал.

Хорошо политое растение надо поставить на 2-3 дня в темное место. За это время произойдет отток ассимилятов из листьев. Новый крахмал образоваться в темноте не может.

Чтобы получить контраст от процесса фотосинтеза, часть листа надо затемнить. Для этого можно использовать фотонегатив или два одинаковых светонепроницаемых экрана, прикрепив их сверху и снизу. Рисунки на экране (вырезки) могут быть самыми различными.

Лампу накаливания в 200-300 Вт помещают на расстоянии 0,5 м от листа. Через час или два лист надо обработать, как указывалось выше. Удобнее это делать на плоской тарелке. Одновременно обрабатывают лист, который оставался затемненным все время.

Части, подвергавшиеся освещению, окрашиваются в синий цвет, а остальные имеют желтую окраску.

Летом можно видоизменить опыт - закрыть на растении несколько листьев, надев на них пакетики из черной светонепроницаемой бумаги с соответствующими вырезами; через двое - трое суток, в конце солнечного дня, срезать листья, прокипятить их сначала в воде, а потом обесцветить спиртом и обработать раствором йода в йодистом калии. Затемненные места листьев будут светлыми, а освещенные станут черными.

У некоторых растений (например, у лука) первичным продуктом фотосинтеза является не крахмал, а сахар, поэтому к ним крахмальная проба неприменима.

2. Записать результаты наблюдений.

Задание: получить спиртовую вытяжку пигментов, произвести их разделение и ознакомиться с основными свойствами пигментов.

Материалы и оборудование: ножницы, ступки с пестиками, штативы с пробирками, посуда, спиртовки, водяные бани, свежие или сухие листья (крапивы, аспидистры, плюща или других растений), этиловый спирт, бензин, 20%-й раствор NaОН (или КОН), сухой мел, песок.

Порядок работы

1. Поместить в чистую ступку измельченные ножницами сухие листья, добавить немного мела для нейтрализации кислот клеточного сока. Тщательно растереть массу пестиком, приливая этиловый спирт (100 см 3), затем профильтровать раствор.

Полученная вытяжка хлорофилла обладает флюоресценцией: в проходящем свете она зеленая, в отраженном свете - вишнево-красная.

2. Разделить пигменты методом Крауса.

Для этого надо налить в пробирку 2-3 см 3 вытяжки и добавить полуторный объем бензина и 2-3 капли воды; затем нужно встряхнуть пробирку и подождать, когда станут хорошо заметны два слоя - вверху бензиновый, внизу спиртовой. Если разделения не произойдет, следует добавить еще бензина и снова встряхнуть пробирку.

В случае появления мути надо добавить немного спирта.

Так как бензин в спирте не растворяется, он оказывается наверху. Зеленый цвет верхнего слоя говорит о том, что в бензин перешел хлорофилл. Кроме него в бензине растворяется и каротин. Внизу, в спирте, остается ксантофилл. Нижний слой имеет желтый цвет.

После отстаивания раствора образуются два слоя. В результате омыления хлорофилла происходит отщепление спиртов и образование натриевой соли хлорофиллина, которая, в отличие от хлорофилла, не растворяется в бензине.

Для лучшего омыления пробирку с добавлением NaОН можно поставить в водяную баню с кипящей водой и, как только раствор закипит, вынуть. После этого приливают бензин. В бензиновый слой (верхний) перейдут каротин и ксантофилл (цвет будет желтый), а в спиртовой - натриевая соль хлорофилловой кислоты.

Задание: доказать, что при дыхании растений выделяется СО 2 , зарисовать прибор, который помогает обнаруживать дыхание по выделению СО 2 , сделать подписи к рисунку.

Материалы и оборудование: 2 стеклянные банки вместимостью 300-400 мл, 2 резиновые пробирки с отверстиями для воронки и трубки, 2 воронки, 2 изогнутые в виде буквы «П» стеклянные трубки длиной 18-20 см и диаметром 4-5 мм, 2 пробирки, химический стакан, раствор Ва(ОН) 2 , проросшие семена пшеницы, подсолнечника, кукурузы, гороха и др.

Порядок работы

1. В стеклянную банку насыпают 50- 60 г проросших семян, плотно закрывают ее пробкой, в которую вставлены воронка и изогнутая стеклянная трубка и оставляют на 1- 1,5 ч. За это время в результате дыхания семян в банке накопится диоксид углерода. Он тяжелее воздуха, поэтому сосредоточен в нижней части банки и не попадает в атмосферу через воронку или трубку.

2. Одновременно берут контрольную банку без семян, также закрывают ее резиновой пробкой с воронкой и стеклянной трубкой и ставят рядом с первой банкой.

3. Свободные концы стеклянных трубок опускают в две пробирки с баритовой водой. В обе банки через воронки начинают понемногу наливать воду. Вода вытесняет из банок воздух, обогащенный СО 2 , который поступает в пробирки с раствором Ва(ОН) 2 . В результате баритовая вода мутнеет.

4. Сравнивают степень помутнения Ва(ОН) 2 в обеих пробирках.

Задание: проделать опыт и вычислить интенсивность дыхания исследуемых объектов в зависимости от вариантов опыта.

Материалы и оборудование: чашки Конвея, вазелин, бюретки, штативы, фильтровальная бумага, ножницы, весы, разновесы, реактивы: 0,1н Ва(ОН) 2 ; 0,1н HCl, фенолфталеин, любые проростки и взрослые растения или их органы.

Порядок работы

1. Чашки Конвея перед опытом калибруют, они должны быть одинакового объема для контрольного и опытного вариантов. Каждый вариант опыта ставят в трех повторностях.

2. Во внешний круг чашки Конвея раскладывают навеску растительного материала массой 0,5-1,0 г. Во внутренний цилиндр наливают 1 или 2 мл 0,1н Ва(ОН) 2 .. Чашку герметично закрывают притертой крышкой (так, чтобы на крышке проявился прозрачный контур шлифа чашки) и ставят на 20 - 40 мин в темноту (для исключения фотосинтеза в зеленых тканях растений). За время экспозиции накопившийся в объеме чашки Конвея углекислый газ реагирует с гидроксидом бария:

СО 2 + Ва(ОН) 2 = ВаСО 3 + Н 2 О.

Избыток Ва(ОН) 2 оттитровывают 0,1н НС1 по фенолфталеину до исчезновения розовой окраски.

3. Одновременно с опытной ставят контрольную чашку Конвея (без навески). В нее наливают такой же объем раствора 0,1н Ва(ОН) 2 , закрывают притертой крышкой и оставляют рядом с опытной чашкой. Гидроксид бария в этой чашке реагирует с углекислым газом, изначально находившимся в ее объеме в составе воздуха. Избыток барита оттитровывают.

4. По разнице объемов раствора соляной кислоты, пошедшей на оттитровывание избытка Ва(ОН) 2 в контрольной и опытной чашках, вычисляют интенсивность дыхания (И. д.):

, мг СО 2 /(г∙ч),

где V НС1к - объем 0,1н НС1, пошедший на титрование избытка Ва(ОН) 2 в контрольной чашке; V НС1оп - объем 0,1н НС1, пошедший на титрование избытка Ва(ОН) 2 в опытной чашке; Р - масса навески, г;

t - время, ч; 2,2 - коэффициент пересчета НС1 в СО 2 (1 мл 0,1н НС1 или Ва(ОН) 2 эквивалентен 2,2 мг СО 2).

Задание: изучить значение различных минеральных элементов для роста гриба аспергилла.

Материалы и оборудование: весы, термостат, ватные пробки, фильтры, пять колб по 100 см 3 , пробирки, пипетка, два стакана, воронка, минеральные соли, сахароза, органическая кислота (лимонная), культура гриба аспергилла, выращенная на кусочках картофеля или хлеба в течение 3-4 дней.

Порядок работы

1. Вырастить гриб на питательных смесях.

Установлено, что аспергилл предъявляет к условиям минерального питания примерно такие же требования, как высшие растения. Из минеральных элементов гриб не нуждается только в кальции. Питательные смеси готовят в колбах на 100 см 3 и составляют по определенной схеме (табл. 1).

Нумерация колб соответствует нумерации вариантов опыта. Внизу записывают результаты опыта.

Таблица 1

Схема составления питательных смесей

Лимонную кислоту добавляют для создания кислой среды, благоприятной для аспергилла, но подавляющей развитие других микроорганизмов.

2. В пробирку или колбочку налить стерильную воду и поместить в нее мицелий гриба, взятый стерильной петлей, размешать содержимое вращением между пальцами или ладонями.

Полученную суспензию внести стерильной пипеткой во все колбы.

Закрыть колбы ватными пробками и поставить в термостат при температуре 30-35 °С. Наблюдение провести через неделю.

Сущность опыта заключается в том, что, определяя массу мицелия гриба, выращенного на различных питательных смесях, можно узнать его потребность в отдельных элементах.

3. Произвести взвешивание, для чего взять два чистых стакана, одну воронку и несколько одинаковых бумажных фильтров. Взвесить один стакан (№ 1) с воронкой и фильтром и записать массу. Затем поставить воронку в другой стакан (№ 2), перенести на фильтр мицелий гриба из первой колбы, промыть водой и после стенания воды перенести воронку обратно в стакан № 1. Снова произвести взвешивание. Ясно, что результат будет больше, так как добавился мицелий гриба.

Вычесть из второго результата первый и узнать массу мицелия гриба. Так поступить со всеми колбами.

4. Записать результаты наблюдения.

Таким образом, будет установлено, как влияет отсутствие N, Р, К и всех элементов минерального питания на развитие мицелия гриба.

Задание: ознакомиться с расположением зоны роста в молодых корешках с помощью нанесения меток тушью.

Материалы и оборудование: посуда, тонкие кисточки или заостренные спички, проростки тыквы (фасоли или подсолнечника), тушь, миллиметровая бумага, вата, тонкие иголки, фильтровальная бумага.

Порядок работы

1. Вырастить во влажных опилках несколько проростков тыквы, фасоли или подсолнечника. К началу опыта у них должны образоваться прямые корешки длиной около 2 см.

2. Прежде чем вынимать проростки, подготовить влажную камеру для наблюдения за их дальнейшим ростом: взять банку, закрыть внутренние стенки ее фильтровальной бумагой, на дно налить немного воды; пробку разрезать пополам (продольно), чтобы к одной половинке приколоть проростки.

3. Освободить проростки из опилок и обсушить корешки фильтровальной бумагой. Выбрать три проростка с прямыми корешками, положить на миллиметровую бумагу и тушью нанести на корешки метки через каждые 2 мм (первую метку сделать очень близко к кончику, таких меток получится около 10).

4. Взять узкую полоску фильтровальной бумаги и приколоть ее вместе с проростками к внутренней стороне половинки пробки. Конец фильтровальной бумаги должен при опускании в банку касаться воды. Вставить пробку с проростками в банку и закрыть оставшееся отверстие ватой.

Температура окружающей среды должна быть +20-+25 °С.

5. Через сутки произвести измерения. Для определения приростов вычитают из данных измерения первоначальную длину каждого участка - 2 мм.

6. Полученные результаты записать в виде таблицы. Форма таблицы приведена ниже (табл. 2).

Таблица 2

Задание: изучить влияние внешних условий (температуры, света) на скорость роста растений и формирование листьев.

Материалы и оборудование: вазоны, песок, посуда, темная камера, холодильная установка, семена тыквы (или фасоли).

Порядок работы

1. Взять семена тыквы (или фасоли), намочить их и, когда они набухнут и начнут прорастать, высадить в небольшие вазоны с песком по три семени (песок, а не почву берут для того, чтобы исключить различные условия минерального питания).

2. Примерно через 5-6 дней, когда растения дадут всходы, измерить высоту их стеблей, затем поместить вазоны в различные условия.

3. Через 7-10 дней сделать окончательные измерения и выводы.

4. Результаты наблюдений записать в таблицу по следующей форме (табл. 3):

Таблица 3

Лабораторная работа № 12

Взаимовлияние культурных и сорных растений

Задание: изучить вопросы взаимовлияния культурных и сорных растений.

Материалы и оборудование: пластиковые сосуды, песок, компостированные сорняки (осот, пырей, ромашка непахучая и др.), семена пшеницы, ячменя, подсолнечника и др.

Порядок работы

1. Зеленые надземные части сорняков закомпостировать в пластиковых сосудах: 150 гр. сорняков и 3 кг песка.

2. Посеять семена культурных растений: пшеницы, ячменя и др.

3. Выращивать 20 дней.

4. Определить длину надземной и подземной частей растений. Результаты опыта занести в таблицу по следующей форме (табл. 4):

Таблица 4

5. Сделать выводы, построить графики зависимости.

1. Викторов, Д. П. Малый практикум по физиологии растений: учебное пособие [Текст] / Д. П.Викторов. - М. : Высш. школа, 1983. - 135 с.

2. Генкель, П. А. Физиология растений: учебник для студентов [Текст] /
П. А. Генкель. - М. : Просвещение, 1975. - 335 с.

3. Гродзинский, А. М. Краткий справочник по физиологии растений. [Текст] А. М. Гродзинский, Д. М. Гродзинский. - Киев: Наукова думка, 1973. - 591 с.

4. Измаилов, С. Ф. Азотный обмен в растениях [Текст] / С. Ф.Измаилов. - М., 1986. - 320 с.

5. Полевой, В. В. Физиология растений: учебник [Текст] / В.В. Полевой. - М., 1989. - 464 с.

6. Полевой, В. В. Фитогормоны [Текст] / В. В. Полевой. - Л., 1982. - 249 с.

7. Практикум по физиологии растений для студентов биологического факультета [Текст] / сост. С. А. Степанов. - Саратов: изд-во Сарат. ун-та, 2002. - 64 с.

8. Практикум по физиологии растений: учебное пособие [Текст] / под. ред. В. Б. Иванова. - М.: Академия, 2001. -144 с.

9. Практикум по фотосинтезу и дыханию растений: учебное пособие [Текст] / под ред. В. В. Полевого и Т. В. Чирковой, - СПб, 1997. - 245 с.

10. Рубин, Б. А. Курс физиологии растений: учебник [Текст] / Б. А. Рубин. - М. : Высш. школа, 1971. - 672 с.

11. Сабинин, Д. А. Физиология развития растений. [Текст] / Д. А. Сабинин. - М., 1963. -320 с.

12. Саламатова, Т. С. Физиология растительной клетки: учебное пособие [Текст] / Т. С. Саламатова. - Л., 1983. - 232 с.

13. Школьник, М. Я. Микроэлементы в жизни растений [Текст] / М. Я. Школьник. - Л., 1974. - 324 с.

14. Якушкина, Н. И. Физиология растений: учебник [Текст] / Н. И. Якушкина. - М., 1993.

15. Якушкина, Н. И. Физиология растений: учеб. для студентов [Текст] /
Н. И. Якушкина, Е. Ю. Бахтенко. - М., 2005. - 463 с.

1. Беликов, П. С. Физиология растений. [Текст] / П. С. Беликов, Г. А. Дмитриева. - М. : Изд-во Российского ун-та дружбы народов, 1992. - 376 с.

2. Гусев, Н. А. Состояние воды в растении. [Текст] / Н. А. Гусев. - М., 1974. -130 с.

3. Дибберт, Э. Физиология растений. [Текст] / Э. Дибберт. - М. : Мир, 1976. - 423 с.

4. Максимов, Н. А. Краткий курс физиологии растений: учебник [Текст] / Н. А. Максимов. - М. : Сельхозгиз, 1958. - 354 с.

5. Слейчер, Р. Водный режим растений [Текст] / Р.Слейчер. - М., 1970, - 265 с.

Приложение 1

Полевая практика по физиологии растений

Полевая практика по физиологии растений служит для получения практических навыков определения физиологического состава растений в природной обстановке.

В ходе полевой практики предполагается решить следующие задачи :

Закрепить и углубить теоретические знания по физиологии растений;

Освоить методы постановки полевых и вегетационных опытов;

Изучить сезонный ритм растений и оценить их состояние с использованием полевого оборудования и экспериментальных методов анализа;

Знакомиться с последними достижениями в области повышения урожайности и выращивания экологически чистых продуктов;

Изучить влияние различных экологических факторов в естественных условиях на физиологические процессы растений.

Занятие 1. Методы исследования

Задание 1. Законспектировать методы исследования (Практикум по физиологии растений / под ред. В. Б. Иванова. М.: Академия, 2001. С. 4-8).

Задание 2. Во всех последующих заданиях провести статистическую обработку результатов (Практикум по физиологии растении / под ред. В. Б. Иванова. М.: Академия, 2001. С. 121-125).

Занятие 2. Рост и развитие растений

Задание 1. Изучить высоту растения (8-10 видов), длину и ширину листьев травянистых сорных растений на обочинах дорог, на участках с бытовым мусором; на сухом и увлажненном местах. Проследить степень ветвления, наличие репродуктивных органов (цветов и плодов), подсчитать их количество. Заполнить таблицу 1. Сделать выводы.

Таблица 1

Задание 2. Показатель развития - образование репродуктивных органов (цветов и плодов). Изучить плодоношение разных видов растений (10-12 видов) в различных экологических условиях (на свету и в тени, на уплотненной почве и рыхлой почве). Ответить на вопрос: в каких условиях (оптимальных или экстремальных) более интенсивное плодоношение? Изобразить графически результаты.

Занятие 3. Водный режим растений

Задание 1. Передвижение по стеблю воды и растворенных в ней веществ. Побеги дерева или кустарника (8-10 видов) поместить в сосуд с водой, подкрашенной красной краской. Через 2-4 часа сделать на разной высоте несколько срезов. Древесина станет красной. Установить, по стеблям каких растений вода движется быстрее. Сделать выводы.

Задание 2. Проследить явление транспирации на следующем опыте: поместить побег растения в плотно закрытую колбу. Через некоторое время на ее стенке появятся капли воды. Пронаблюдать это явление на 6-8 видах растений. Сделать выводы.

Задание 3. Стойкость растения против завядания. Растения (8-10 видов) срезать, оставить на 1-2 суток для завядания. Затем поставить в воду. Пронаблюдать, какие виды восстановятся. В опыте использовать водные, околоводные растения, мхи, травянистые растений, побеги деревьев и кустарников. Сделать выводы.

Занятие 4. Фотосинтез

Задание 1. Изучение анатомических особенностей светолюбивых и теневыносливых растений.

Собрать листья с одного растения, но разной световой освещенности; листья тенелюбивых, теневыносливых и светолюбивых растений. При помощи микроскопа сравнить соотношение столбчатой и губчатой тканей. Сделать выводы.

Задание 2. Обратить внимание на раскраску листьев перед листопадом. Это связано с разрушением хлорофилла и проявлением других пигментов (ксантофилла, каротина, антоцина и др). Прокипятить красный лист в воде, он станет зеленым или желтым. Красный пигмент клетки уйдет в воду. Проявится хлорофилл, если он не весь разрушен, или желтый пигмент. Пронаблюдать на 10-12 видах. Сделать выводы.

Занятие 5. Покой растений

Задание 1. Биологическое значение листопада (ветвепада) - уменьшить испарение в зимнее время. Обратить внимание на механизм листопада (образование разделительного слоя на границе черешка и стебля). Крупные листья, как правило, опадают раньше мелких. Пронаблюдать на 10-12 видах. Сделать выводы.

Задание 2. Изучить особенности подготовки растений к зимнему покою (10-12 растений) (по степени одревеснения побегов, развития почек восстановления). Заполнить таблицу. Дать письменный анализ полученных результатов.

Задание 3. Изучение гибели растений от холода. Поместить в холодильник побеги 10-15 видов растений на 10-12 часов. Провести их морфологический анализ в течение следующего дня.

Приложение 2

Контрольная работа по физиологии растений

Вариант 1

1. Световая и темновая фазы фотосинтеза.

2. Влияние внешних условий на рост растений.

3. При погружении молодого листа элодея в гипертонический раствор сахарозы у клеток, закончивших рост, через 20 мин наступил выпуклый плазмолиз, тогда как в растущих клетках около 1 часа сохранятся вогнутый плазмолиз. Как объяснить полученные результаты?

4. Почему кольцевание ствола приводит к гибели дерева?

Вариант 2

1. Роль макроэлементов в минеральном питании растений.

2. Особенности роста клеток.

3. Побег, взвешенный сразу после срезания, имеет массу 10,26 г, а через 3 мин - 10,17 г. Площадь листьев 240 см 2 . Определить интенсивность транспирации.

4. Каковы физиологические причины осеннего листопада у деревьев умеренной зоны?

Вариант 3

1. Роль микроэлементов в минеральном питании растений.

2. Типы роста органов растения.

3. У некоторых комнатных растений незадолго перед дождем появляются капли воды на кончиках листьев. Как объяснить это явление?

4. Как определить, находятся ли почки в состоянии глубокого покоя или покой их вынужденный?

Вариант 4

1. Экология фотосинтеза.

2. Культура изолированных тканей.

3. Как объяснить набухание в воде маслянистых семян, несмотря на то, что жиры обладают гидрофобными свойствами?

4. Клетка погружена в раствор. Осмотическое давление клеточного сока 1 МПа, наружного 0,7 МПа. Куда пойдет вода? (Разберите три возможных случая.)

Вариант 5

1. Анаэробная фаза дыхания.

2. Особенности прорастания семян.

3. Можно ли отнять воду от клетки после достижения ею состояния полного завядания, т. е. полной потери тургора? Объясните.

4. Как доказать при помощи метода крахмальной пробы необходимость света для фотосинтеза?

Вариант 6

1. Аэробная фаза дыхания.

2. Физиологические основы покоя растений.

3. Чему равны сосущая сила клетки и тургорное давление: а) при полном насыщении клетки водой, б) при плазмолизе?

4. Как объяснить разную окраску спиртовой вытяжки из зеленого листа при рассмотрении ее в проходящем и отраженном свете?

Вариант 7

1. Влияние внешних и внутренних факторов на процесс дыхания.

2. Этапы развития растений.

3. В каких частях растения более высокое содержание зольных элементов: в древесине или в листьях, в старых или молодых листьях? Как объяснить эти различия?

4. При помощи какой реакции можно доказать, что хлорофилл является сложным эфиром?

Вариант 8

1. Пути регуляции дыхательного обмена.

2. Влияние внешних условий на процесс развития.

3. Каков биологический смысл красной окраски глубоководных морских водорослей?

4. У каких растений больше осмотическое давление клеточного сока: у растущих на солончаках или у растений незасоленных почв; у выросших в тенистом влажном месте или у растущих в степи? Как объяснить эти различия?

Приложение 3

Вопросы для экзамена по физиологии растений

1. Понятие о физиологии растений.

2. Краткая история развития физиологии растений.

3. Структурные элементы клетки и их значение.

4. Проницаемость клеток для разных соединений.

5. Пассивный транспорт.

6. Активный транспорт.

7. Обмен веществ и энергии в клетке.

8. Водный обмен растительного организма.

9. Диффузия, осмос, осмотическое давление и его значение жизни растения.

10. Корневая система как орган поглощения воды.

11. Основные двигатели водного тока.

12. Передвижение воды по растению.

13. Влияние внешних условий на поступление воды в растение.

14. Транспирация, ее значение.

15. Общее понятие о фотосинтезе.

16. Пигменты пластид

17. Световая и темновая фазы фотосинтеза.

18. Экология фотосинтеза.

19. Превращение веществ в растении и дыхание.

20. Факторы, влияющие на процесс дыхания.

21. Аэробное и анаэробное дыхание.

22. Брожение.

23. Элементарный состав растения. Состав золы растений.

24. Физиологическое значение макроэлементов.

25. Физиологическое значение микроэлементов.

26. Роль корней в жизнедеятельности растений.

27. Питание растений азотом.

28. Особенности усвоения молекулярного азота.

29. Передвижение элементов минерального питания.

30. Круговорот минеральных веществ в растении.

31. Передвижение органических веществ по растению.

32. Рост растений. Типы роста.

33. Рост растений и внешние условия.

34. Этапы развития растений.

35. Регуляция процесса развития.

36. Влияние внешних условий на процесс развития.

37. Ауксины.

38. Гиббереллины.

39. Цитокинины.

40. Ингибиторы роста

41. Движения растений.

42. Тропизмы и настии.

43. Покой растений.

44. Покой семян.

45. Покой почек.

46. Регуляция процессов покоя.

47. Понятие стресса.

48. Устойчивость растений к низким температурам.

49. Солеустойчивость.

50. Устойчивость к недостатку кислорода.

51. Газоустойчивость.

52. Устойчивость растений к инфекционным заболеваниям.

Учебно-методическое издание

Марина Анатольевна Занина

Физиология растений

Учебно-методическое пособие

для студентов заочного отделения

факультета экологии и биологии

Редактор М. Б. Иванова

Корректор Н. Н. Дробышева

Дизайн обложки Н. Н. Дробышева

Изд. л. ИД №01591 от 19.04.2000.

Подписано в печать 16.09.05. Формат 60х84 1/16.

Бумага офсетная. Гарнитура "Times".

Уч.-изд. л. 2,92. Усл. печ. л. 4,0.

Тираж 100 экз. Заказ №.

Издательство "Николаев",

г. Балашов, Саратовская обл., а/я 55.

Отпечатано с оригинал-макета,

изготовленного издательской группой
Балашовского филиала

Саратовского государственного университета

им. Н. Г. Чернышевского.

412300, г. Балашов, Саратовская обл., ул. К. Маркса, 29.

ИП " Николаев", Лиц. ПЛД № 68-52

412340, г. Балашов, Саратовская обл.,

ул. К. Маркса, 43.

УЧЕБНИКИ И УЧЕБНЫЕ ПОСОБИЯ ДЛЯ СТУДЕНТОВ ВЫСШИХ УЧЕБНЫХ ЗАВЕДЕНИЙ г Под редакцией профессора Н. Н. Третьякова Допущено Главным управлением высших учебных заведений при Государственной комиссии Совета Министров СССР по продовольствию и закупкам в качестве учебного пособия для студентов высших учебных заведений по агрономическим специальностям. 3-е издание, переработанное и дополненное о 0> Ж £ о а с о а ББК 41.2 П69 УДК 581.1(076.5) Редактор Е. В. Кирсанова Рецензенты: доктор "биологических наук 3. Д. Баранникова, кандидаты биологичеаких наук В. М. Бурень и Д. И. Лаврентович Практикум по физиологии растений/Н. Н. Треть- П69 яков, Т. В. Карнаухова, Л. А. Паинчкин и др.-3-е изд., перераб*. и доп. - М.: Агропромиздат, 1990. - 271 с: ил.- (Учебники и учеб. пособия для студентов высш. учеб. заведений). ISBN 5-10-001653-1 Показаны методы изучения физиологии растительной клетки, водного обмена, фотосинтеза, дыхания, минерального питания, обмена веществ, роста и развития, устойчивости растений к неблагоприятным условиям. Третье издание (второе вышло в 1982 г.) дополнено сведениями о способах оценки состояния растений в полевых условиях. * Для студентов вузов по агрономическим специальностям. 3704010000-372 П - 209-90 ББК 41.2 035(01)-90 (С) Издательство «Колос», 1982 © ВО «Агропромиздат», 1990, ISBN 5-10-001653-1 с изменениями Глава 1 ФИЗИОЛОГИЯ РАСТИТЕЛЬНОЙ КЛЕТКИ Живая клетка представляет собой открытую биологическую систему, обменивающуюся с окружающей средой веществом, энергией и информацией. Снаружи кд,етка покрыта оболочкой, основу которой составляют целлюлоза и пектиновые вещества. Клеточная стенка выполняет защитно-изолирующую функцию, а также участвует в поглощении, выделении и передвижении веществ. Вследствие гидрофильности компонентов клеточная стенка насыщена водой и играет роль буфера в водоснабжении клетки. Основой структуры протопласта служат клеточные мем"браны. Они состоят в основном из белков и липидов. Молекулы этих веществ образуют упорядоченную структуру благодаря вандер-ваальсовым, водородным и ионным химическим связям. Все мембраны обладают избирательной проницаемостью. Поверхностная мембрана - плазмалемма изолирует клетку от окружающей среды. Органеллы цитоплазмы имеют свои поверхностные мембраны. Вакуоль ограничена внутренней мембраной цитоплазмы - тоноплас- том. Таким образом, мембраны осуществляют компарт- меитацию клетки, т. е. разделение ее на отдельные участки - компартменты, в которых поддерживается постоянство среды - гомеостазис. Мембраны составляют также внутреннюю структуру таких органелл, как хлоропласты и митохондрии, увеличивая поверхность, на которой протекают важнейшие биохимические и биофизические процессы. Мембраны выполняют следующие функции: регуляцию поглощения и выделения веществ; организацию ферментных и пигментных комплексов, участвующих в фотосинтезе, дыхании, синтезе различных веществ; передачу биоэлектрических сигналов по клеткам н тканям 3 живого организма. Функции растительной клетки в целом определяются согласованной деятельностью отдельных органелл. Диаметр ядра составляет 10...30 мкм. В ядре хранится наследственная информация, заключенная в специфических структурах ДНК, оно также регулирует все жизненные процессы в клетке. Все клетки одного организма тотипотентны. Бпотехнология успешно реализует это свойство при получении обеззараженного посадочного материала, производстве активных химических веществ и клеточной селекции. С ядерной мембраной свя- зана эндоплазматическая сеть (э. п. с). Ограниченные мембранами каналы з. и. с. пронизывают всю цитоплазму и проникают в соседние клетки через плазмодесмы. Функции,з. п. с. - транспорт веществ и передача сигналов. На поверхности гранулярной, или шероховатой, э. п. с. располагаются «фабрики белка» - рибосомы, состоящие из белка и РНК, длина которых варьирует в пределах 10.. .30 нм. Для растительной клетки характерно присутствие пластид. Важнейшие пластиды - это хлоропласты. Диаметр хлоропластов составляет 5. ..10 мкм. Они осуществляют трансформацию световой энергии в химическую. Другой важнейший энергетический процесс (синтез АТФ за счет энергии окисления) происходит в митохондриях." Они представляют собой овальные или палочковидные структуры длиной 1...2 мкм. Система канальцев и цистерн (диктиосом), ограниченных однослойной мембраной, составляет аппарат Гольджи, основная функция которого - внутриклеточная секреция веществ, необходимых для построения клеточной оболочки и др. В округлых тельцах - лизосомах сконцентрированы гидролитические ферменты. С помощью сферосом идет синтез липидов. Взрослая растительная клетка имеет большую вакуоль с водным раствором органических и минеральных веществ. Концентрация этих веществ в клеточном соке и степень их диссоциации определяют потенциальное осмотическое давление клетки - ее способность всасывать воду. Вода поступает в клетку извне в результате разности химических потенциалов воды в клетке п окружающем растворе. Разность химического потенциала воды в клетке (|ц„) и химического потенциала чистой воды (\хРы), 4 отнесенную к парциальному объему воды в клетке (V®), называют водным потенциалом (г|)ш): о, Мчо~ №(Ь Химический потенциал чистой воды всегда" выше химического потенциала воды в клетке, поэтому значение водного потенциала всегда отрицательно. По величине водного потенциала определяют сосущую силу клетки, т. е. ее способность поглощать воду в каждый конкретный момент времени. Сосущая сила клетки меняется в зависимости от степени насыщения клетки водой - ее тургора. Наибольшей сосущей силой клетка обладает при полном отсутствии тургора. В этот момент способность клетки насасывать воду определяется ее потенциальным осмотическим давлением. Тургорное давление - это сила, с которой насыщенное водой содержимое клетки давит на ее стенки. В состоянии полного насыщения"клетки водой тургорное давление полностью уравновешивает осмотическое, и клетка перестает поглощать воду. Водный потенциал в этот момент равен нулю. Осмотическое движение воды в клетку-пассивный процесс, не требующий затрат энергии. Минеральные соли поступают через клеточные мембраны против электрохимического градиента при помощи специфических белков-переносчиков с затратой энергии АТФ. Под действием повреждающих агентов, достигших пороговой силы, в клетках происходит изменение иатив- ной (прижизненной) структуры белков - денатурация. В зависимости от силы и времени действия агента денатурация может быть обратимой и необратимой. Независимо от природы агента при повреждении в клетке возникает комплекс нсспецифическнх ответных реакций: уменьшение степени дисперсности цитоплазмы (помутнение); повышение вязкости; увеличение проницаемости мембраны (выход веществ из клетки); повышение сродства к красителям у цитоплазмы и ядра; смещение рН среды в кислую сторону; уменьшение мембранного потенциала. Каждый из этих показателей может служить критерием при установлении повреждения клетки и использоваться для диагностики ее устойчивости к неблагоприятным условиям среды. 5 Работа 1. ВЛИЯНИЕ АНИОНОВ И КАТИОНОВ СОЛЕЙ.НА ФОРМУ И ВРЕМЯ ПЛАЗМОЛИЗА Вводные пояснения. Плазмолиз- это процесс отставания цитоплазмы от стенок клетки, помещенной в раствор с "большей концентрацией солей, чем концентрация клеточного сока (гипертонический раствор). В ходе плазмолиза очертания поверхности цитоплазмы меняются. Вначале ее поверхность будет вогнутой (вогнутый плазмолиз), затем становится выпуклой (выпуклый плазмолиз). Временем плазмолиза называют период с момента погружения ткани растения в раствор плазмолитика до наступления выпуклого плазмолиза. Этот показатель может характеризовать вязкость цитоплазмы: чем больше время плазмолиза, тем выше вязкость цитоплазмы. Время плазмолиза определяют при изучении действия солей на цитоплазму. Порядок работы. Срез эпидермиса с выпуклой поверхности пигментированной чешуи луковицы помещают в каплю раствора испытуемой соли, накрывают покровным стеклом и сейчас же микроскопируют. Следят за сменой форм плазмолиза. Определяют время плазмолиза в каждой соли. Результаты опыта записывают по форме (табл. 1). 1. Влияние анионов и катионов солей на форму и время плазмолиза Вариант Соль Концентрация раствора, моль: л Время погружения ткани d раствор, мпп Время наступления выпуклого плазм: лиза, мин Длительность плазмолиза, мин 1 Ca(NO:l)2 0,7 2 KN03 1,0 3 KCNS 1,0 После изучения полученных результатов делают выводы о влиянии катионов и анионов на вязкость цитоплазмы. Материалы и оборудование. Луковица с пигментированными че- шуямн, растворы солей: 0,7М Ca(N03)2, 1M KNOa, 1M KCNS. Микроскопы, предметные и покровные стекла, бритвы, б Работа 2. НАБЛЮДЕНИЕ КОЛПАЧКОВОГО ПЛАЗМОЛИЗА Вводные пояснения. Колпачковын плазмолиз возникает при действии гипертонических растворов солей, проникающих через плазмалемму, но не проходящих или очень слабо проходящих через тонопласт. Такие соли вызывают набухание мезонлазмы и изменение ее структуры. Колпачковый плазмолиз проявляется в образовании колпачков из набухшей цитоплазмы на узких сторонах вакуоли. Порядок работы. Срез эпидермиса с выпуклой поверхности пигментированной чешуи луковицы помещают на предметное стекло в каплю 1 М раствора KCNS и накрывают покровным стеклом. Сразу же наблюдают за ходом плазмолиза сначала при малом, а затем при среднем увеличении. Зарисовывают одну клетку с хорошо выраженным колпачковым плазмолизом. На основании наблюдений делают вывод о свойствах цитоплазмы и ее мембран. Материалы и оборудование. Луковица с окрашенными чешуя- мп, 1 М раствор K.CNS. Микроскопы, предметные и покровные стекла, стеклянные палочки, бритвы. Работа 3. НАБЛЮДЕНИЕ ПРИЗНАКОВ ПОВРЕЖДЕНИЯ КЛЕТКИ (ПОВЫШЕНИЕ СРОДСТВА К КРАСИТЕЛЯМ И ОСТРУКТУРИВАНИЕ ЯДРА И ЦИТОПЛАЗМЫ) Вводные пояснения. Цитоплазма обладает сложной прижизненной структурой, с которой связаны ее свойства и функции. Важнейшее из этих свойств -избирательная проницаемость. Живая цитоплазма не удерживает в себе витальные красители, которые через нее свободно проходят в вакуоль и окрашивают клеточный сок. После гибели или повреждения клетки красители задерживаются в самой цитоплазме в результате изменений пативиой (прижизненной) структуры белков. Цитоплазма приобретает соответствующую окраску. Порядок работы. Кусочек эпидермиса чешуи непиг- меитированиой луковицы лука выдерживают в слабом растворе нейтрального красного в течение 20 мин. После окрашивания кусочек эпидермиса помещают на предметное стекло в каплю воды, накрывают покровным 7 стеклом и рассматривают под микроскопом сначала при малом, а затем при среднем увеличении. У живых клеток вакуоли окрашиваются нейтральным красным в малиновый цвет, цитоплазма и ядро не окрашиваются. У мертвых клеток цитоплазма и ядро окрашиваются этим красителем. Не снимая препарат со столика микроскопа, фильтровальной бумагой отсасывают воду из-под покровного стекла и вводят под него каплю 1 М раствора KN03. После этого наблюдается плазмолиз клеток, накопивших краску в вакуолях, следовательно, клетки живые. Что1бы проследить за изменениями в клетке при ее повреждении и гибели, применяют сильный яд - аммиак. Изнпод покровного стекла KN03 отсасывают и заменяют каплей 10%-го раствора аммиака. Окраска среза становится желтой, так как в присутствии аммиака кислая реакция клеточного сока изменилась на щелочную (в щелочной среде нейтральный красный имеет желтый цвет). В погибших под действием аммиака клетках цитоплазма и ядро приобретают видимую в микроокоп структуру и окрашиваются в желто-бурый цвет. Зарисовывают: живые клетки лука, накопившие нейтральный красный в вакуолях; эти же клетки, плазмо- лизированные в 1 М растворе Iды, мл Длина полоски ткани, мм перед погружением а раствор после пребывания в растворе Концентрация раствора, при которой длина пслосок ie изменялась, мсль/л Водный потенциал, кпа 0,6 0,5 0,4 0,3 0,2 0,1 б 5 4 3 2 1 4 5 6 7 8 9 Материалы и оборудование. Клубни картофеля, 1 М раствор сахарозы. Штативы с шестью пробирками, градуированные пипетки на 10 мл, пшщеты, ланцеты, ножи, часы, миллиметровые линейки. Работа 11. ОПРЕДЕЛЕНИЕ ВОДНОГО ПОТЕНЦИАЛА ЛИСТЬЕВ МЕТОДОМ ШАРДАКОВА Вводные пояснения. Метод основан на подборе раствора, концентрация которого не изменяется при погружении в него растительной ткани. В этом случае величина осмотического потенциала раствора равна водному потенциалу клеток листа. Порядок работы. Пробирки расставляют в штативе в два ряда: пять вверху и пять внизу. В верхних готовят по 10 мл 0,5 М; 0,4; 0,3; 0,2 и 0,1 М растворов сахарозы путем разбавления 1 М раствора сахарозы дистиллированной водой. В про"бирки нижнего ряда переносят по 0,5 мл раствора из верхних и все пробирки закрывают пробками. Из листа сверлом вырезают десять дисков, для чего лист поворачивают нижней стороной вверх, лодкладыва- ют под него резиновую пластинку. Диски выбивают между крупными жилками. В каждую пробирку нижнего ряда, опускают но два Диска на 40 мин. Каждые 10 мин пробирки с дисками встряхивают. Затем стеклянной палочкой удаляют диски и подкрашивают опытные растворы в пробирках нижнего ряда метилеиовой синей, взятой в небольшом количестве (на кончике про- 2* 19 волоки).. Содержимое встряхивают, добиваясь равномерной окраски раствора. Пипеткой на 0,5 мл набирают подкрашенный опытный раствор. Конец пипетки опускают в соответствующий исходный раствор в пробирке верхнего ряда так, что!бы уровень жидкости в пипетке превышал уровень раствора в пробирке. Медленно выпускают жидкость из пипетки в исходный раствор, отмечая направление движения струйки. Если концентрация и, следовательно, плотность окрашенного раствора увеличились по сравнению с исходными, то струйка пойдет вниз, если концентрация уменьшилась - струйка пойдет вверх. При равенстве концентраций струйка равномерно распределяется внутри пробирки с исходным раствором. Величину водного потенциала по найденной опытным путем неизменившейся концентрации рассчитывают по формуле (см. работу 10). Результаты опыта записывают по форме (табл. 8). 8. Определение водного потенциала методом Шардакова Кпщентра- ция раствора сахарозы, мсль/л На 10 мл раствора I M раствора сахарозы, мл вэды, мл V*. Направление движе- ! НЯ СТруЙ- Концентраций внешнего раствора, осгавшегося неизмененным, моль/л ВоД1 ЫЙ потещиал, к Па 0,5 5 5 0,4 4 б 0,3 3 7 0,2 2 8 0,1 1 9 Материалы и оборудование. Растения с листьями, 1 М раствор сахарозы, метнленовая синяя. Штативы с двумя рядами.пробирок, градуированные пипетки на 10 мл, мерные пипетки па 0,5 мл, сверла диаметром 0,9 см, резиновые пластинки, пинцеты, проволоки, пробки для пробирок, стеклянные палочки. Работа 12. ОПРЕДЕЛЕНИЕ ВОДНОГО ПОТЕНЦИАЛА РАСТИТЕЛЬНОЙ ТКАНИ РЕФРАКТОМЕТРИЧЕСКИМ МЕТОДОМ ПО МАКСИМОВУ И ПЕТИНОВУ Вводные пояснения. Принцип метода тот же, что и в работе 11. Порядок работы. В штативе расставляют десять пробирок:-пять вверху и пять внизу. Из 1 М раствора са- 20 харозы в верхних пробирках приготовляют по 10 мл 0,1 М; 0,2; 0,3; 0,4 и 0,5 М. растворов сахарозы. В соответствующие нижние пробирки переносят из верхних по 2 мл жидкости и в каждую из них при помощи стеклянной палочки помещают по восемь или десять дисков, выбитых сверлом из листовой пластинки 0без жилок). Пробирки закрывают про;бками. Кусочки листовой пластинки оставляют в растворах на 40.. .60 мин, периодически встряхивая пробирки. Затем вынимают диски, а пробирки закрывают пробками. Для определения концентрации раствора сахарозы после пребывания в нем испытуемого материала можно пользоваться рефрактометрами марок 06-101А или РПЛ. На призму рефрактометра стеклянной палочкой наносят по две капли сначала исходного, а потом соответствующего опытного растворов. Палочку и призму перед каждым новым определением протирают фильтровальной бумагой. Находят раствор, концентрация которого не изменилась после пребывания в нем опытных объектов. Если водный потенциал клеток листа больше осмотического потенциала одного раствора, но меньше другого, для расчета берут среднюю концентрацию этих двух растворов. Величину водного потенциала Ч-Г(й рассчитывают по формуле (ом. работу 10). Результаты опыта записывают по следующей форме: Объект ГНомер пробирки Показания рефрактометра, % сахара до опыта после опыта Концентрация, оставшаяся неизменной, моль/ л Водный потенциал, кПа Материалы и оборудование. Листья растений, 1 М раствор сахарозы. Сверла диаметром 0,0.. .0,8 см, резиновые пробки для выбивания дисков из листьев, стеклянные палочки, пробирки, штативы для пробирок, градуированные пипетки на 10 мл, рефрактометры, фильтровальная бумага. Глава 2 ЭЛЕКТРОФИЗИОЛОГИЯ Электрофизиология - наука, занимающаяся исследованием электрической активности биологических объектов 21 в состоянии покоя и возбуждения, а также их пассивных электрических свойств (сопротивления, емкости) при пропускании электрического тока. Электрофизиологические методы исследования дают возможность получить информацию об электрической полярности, проводимости и функциональном состоянии ткани, органа, клетки и ее органелл без существенного травмирования объекта. Данные методы строго количественные и при использовании современных электронных приборов позволяют делать автоматическую запись и компьютерную обработку результатов опыта. Методы, применяемые в электрофизиологии, незаменимы при"исследовании процесса возбуждения, так как в основе этого свойства живых систем лежат изменения электрической полярности мембран. В свою очередь, функционирование мембран связано с их электрической полярностью. Регистрация мембранной разности потенциалов дает важную информацию при исследовании транспорта ионов, межклеточных взаимодействий, природы регуляторной системы растений. В медицине информацию о работе сердца, мозга или мышцы получают, следя за электрическими сигналами, сопровождающими их активность. Обширный фактический материал, накопленный электрофизиологами, свидетельствует о единстве электрических свойств живых систем. Сокращение и расслабление мышц, ловчие движения.росянки, изменение функциональной активности мозга или корня растения - все эти процессы сопряжены с кратковременными или длительными электрическими перестройками мембран, изменением электрической полярности органелл, клеток и даже органов и тканей. Задача электрофизиологии растений состоит не только в раскрытии природы и роли электрогеиеза, но и в практическом использовании этих знаний для диагностики функционального состояния и управления физиологическими процессами растений. Биоэлектрические потенциалы растений; основные термины электрофизиологии. Биоэлектрические потенциалы растений - это разность электрических потенциалов между внешней и внутренней поверхностями мембран клеток и их органелл, а также между органелла- ми, клетками, тканями и органами растений, различающимися по функционально и или метаболической активности. Мембранная разность электрических потенциа- 22 лов включает градиенты электрических зарядов, обусловленные полярностью фиксированных зарядов (дон- нановский потенциал); асимметрией распределения ионов, главным образом К+ (диффузионный потенциал), а также работой электрогенных насосов. Наиболее поляризована плазмалемма (100.. .200 мВ), менее - тонопласт (б. ..30 мВ) и клеточная оболочка (10. ..15 мВ). Цитоплазма клетки заряжена отрицательно относительно внешнего раствора и вакуоли. Разность потенциалов по обе стороны мембраны толщиной всего 5, ..10 нм создает электрическое поле напряженностью порядка 100 000 В/см, играющее важную роль в процессах трансформации энергии поглощения", транспорта и распределения органических и неорганических ионов. Различают биоэлектрические потенциалы (биопотенциалы) покоя и потенциалы действия. Биопотенциалы покоя - это уровень разности потенциалов, например, между внутриклеточной и внешней средой, между зонами корня в стационарных условиях. - При действии раздражителей (изменение ионного состава раствора, температуры, освещенности, механическое давление, действие физиологически активных веществ, электрического тока и пр.) этот уровень может изменяться. Уменьшение разности потенциалов называют деполяризацией, а увеличение - гиперполяризацией. При значительном снижении внутриклеточной разности потенциалов до определенного порогового уровня наблюдается резкое изменение проницаемости мембран и обращение (реверсия) ионных потоков. Ионы кальция из наружной среды, окружающей клетку, поступают в нее, а ионы хлора и ионы калия выходят из клетки в омывающий раствор. При возбуждении возможно кратковременное изменение электрической полярности плазмалеммы - наружная ее поверхность становится отрицательно заряженной по отношению к внутренней. Наиболее общая форма реакции живых систем - локальное возбуждение, ограниченное местом нанесения раздражения и. называемое местным возбуждением. В случае достаточно сильного раздражения - порогового и сверхпорогового- возбуждение распространяется вдоль клетки пли ряда клеток, способных проводить возбуждение. 23 Распространяющееся возбуждение, или ток действия, регистрируется в виде двухфазного изменения разности потенциалов. При исследовании ответных биоэлектрических реакций учитывают: время от момента воздействия раздражителя на объект до появления ответной реакции - латентный период; максимальное отклонение разности потенциалов в процессе возбуждения - амплитуду биоэлектрической реакции; время нарастания и время спада потенциала действия; скорость распространения волны возбуждения (потенциала действия), определяемую при помощи двух электродов по времени прохождения волной межэлектродного пространства, а также рефрактерный период - время, в течение которого клетка или ткань полностью или частично невозбудима после предшествующего возбуждения. Скорость распространения потенциала действия в нервных клетках животных в тысячи раз больше, чем в растительных. Однако у некоторых представителей животного мира, например виноградной улитки, скорость распространения электрического возбуждения такая же, как и у растений (0,2.. .0,5 см/с). Биопотенциалы покоя и амплитуда потенциалов действия растительных клеток, как правило, выше, чем животных. При регистрации потенциалов действия у одной клетки его скорость и амплитуда остаются неизменными. Процесс распространения возбуждения у высших растений охватывает тысячи специализированных клеток, примыкающих к сосудам ксилемы и флоэмы, и при передаче на большие расстояния волна возбуждения может угасать, иметь разную скорость в базипетальном и акропетальном направлениях. У высших растений на скорость и амплитуду волны возбуждения влияют водно-ионные потоки, движущиеся по ксилеме. Любые физические и химические воздействия достаточной силы на клетку изменяют структурные, функциональные и электрические свойства клеточных мембран, вызывая биоэлектрическую реакцию и перераспределение ионов. По параметрам биоэлектрических реакций можно судить о физиологическом состоянии, реактивности растения и его органов, о природе и силе воздействия. Ответные биоэлектрические реакции зависят также от вида, сорта и возраста растения. Потенциалы (токи) действия у растений, как и у животных, 24 осуществляют быструю прямую и обратную связь между клетками, тканями и органами. Приборы и электроды для исследования биопотенциалов растений. Мембраны растительных клеток имеют высокое сопротивление - порядка 50 000 Ом-см2. Поэтому при регистрации биоэлектрических потенциалов используют высокоомные милливольтметры постоянного тока, например лабораторные рН-метры. Для отведения биопотенциалов растений применяют лабораторные иеполяризующиеся электроды, как правило, хлорсеребряные (ЭВЛ-1МЗ и др.), чтобы на измеряемую разность потенциалов не влияла э. д. с. поляризации электродов. Внутриклеточные биопотенциалы регистрируют при помощи микроэлектродов, поверхностные- через влажные марлевые, ватные и другие фитили. Для изучения динамики или быстрых изменений разности потенциалов, т. е. биоэлектрических реакций растений, используют самопишущие милливольтметры постоянного тока или компьютеры. Электрическая проводимость тканей растений как показатель их функционального состояния. Электрическая проводимость тканей растений определяется взаимодействием наложенного электрического поля со свободными и связанными зарядами объекта. Она зависит как от свойств электрического поля (постоянный или переменный ток), так и от свойств объекта. Электрическая проводимость, измеряемая при пропускании постоянного тока, определяется в основном свободными зарядами. Во время пропускания переменного тока существенное значение имеют связанные заряды. Общая электрическая проводимость зависит от частоты переменного тока. Постоянный электрический ток, проходя через ткани растения, разветвляется, как по системе проводников, с разным сопротивлением. Наименьшее сопротивление (величина, обратная электрической проводимости) имеют оводиенные клеточные стенки, хорошо проводящие электрический ток. Гораздо большее сопротивление оказывают мембраны, липидные слои которых служат хорошими изоляторами. Сопротивление плазмодесм, обеспечивающих межклеточные контакты, в десятки раз меньше мембранного, но также достаточно велико. Для переменного тока, особенно высоких частот, липидные слои мембран не служат существенным барье- 25 ром, поэтому сопротивление биологических объектов, измеренное при пропускании переменного тока, меньше, чем при пропускании постоянного. Приборы и электроды для измерения электрической проводимости. Измерительная аппаратура при исследовании электрической проводимости цитоплазматических мембран или ткани растения должна быть высокочувствительной, т. е. регистрировать изменения электрического тока силой порядка Ю-10.. ЛО-9 А при выполнении опытов на одиночных клетках. Суммарная сила электрического тока, проходящего через ткань, включающую тысячи параллельно и последовательно соединенных клеток, не должна быть больше Ю-6.. ЛО-5 А. Использование для измерения электрической проводимости растительных тканей тока силой Ю-3. .Л О-4 А вызывает тепловое повреждение, нарушение естественной поляризации мембран, т. е. «пробой». Электроды можно приложить к ткани (обычно через увлажненные прокладки) или ввести в нее. Для измерения электрической проводимости клеточных мембран используют стеклянные микроэлектроды, заполненные 2,5 М раствором КС1 и электролитически связанные с неполяризующимися (хлорсеребряными) электродами. Для измерения электрической проводимости тканей растений служат металлические или графитовые электроды, вкалываемые в ткань. Чтобы избежать поляризации электродов, измерения выполняют при переменном токе частотой порядка 103. ..104 Гц. Б. Н. Тарусо- вым предложен способ определения жизнеспособности биологических объектов по коэффициенту поляризации- отношению сопротивлений, измеренных при пропускании токов высоких (106 Гц) и низких частот (103 Гц). Работа 13. ОПРЕДЕЛЕНИЕ ГРАДИЕНТОВ БИОПОТЕНЦИАЛОВ МЕЖДУ ЗОНАМИ КОРНЯ И ИХ ЗАВИСИМОСТЬ ОТ ИОННОГО СОСТАВА СРЕДЫ Вводные пояснения. Корень подразделяют на три основные зоны (деления, растяжения и корневых волосков), различающиеся по анатомическим, биохимическим и функциональным особенностям. Клетки меристемной зоны отличаются высокой физиологической активностью 26 Рис. 1. Установка для измерения разности потенциалов между зонами корпя: 1 - миллиметровая линейка; 2 - раствор 1 мМ КС1+0.5 мМ СаС1а; й - пятидневный проросток кукурузы; 4 - нсполяризующнсся хлор- серсбряпые электроды типа ЭВЛ- ЗМ; 5 - держатель из плексигласа для электродов; 6 - штатив; 7 - ватные фитили (у кукурузы 0.. .2 мм от кончика корня). В них нет большой центральной вакуоли, и весь объем заполнен цитоплазмой с включенными в нее мелкими вакуолями. В зоне растяжения и корневых волосков вакуоль вполне сформирована. Активное поглощение ионов, их пассивные потоки неодинаковы по зонам корня. Характер поглощения калия (основной потеициадоопределяющий ион) зависит от его концентрации во внешнем растворе. Так, у корня пятидневных проростков кукурузы клетки зоны растяжения и корневых волосков поглощают калий активно из lCHM раствора и пассивно из 10-3М. Цель работы - продемонстрировать значительные градиенты биопотенциалов вдоль корня, показать зависимость этих градиентов от ионного состава среды. Порядок работы. Определение градиентов б и о и о т с и ц и а л о в. Измеряют величину и знак разности потенциалов (РП) между пеполяризующимися электродами в растворе 1 мМ КСЦ-0,5 мМ СаС12. Подбирают пару электродов, разность потенциалов между которыми не превышает 10 мВ. Корень пятидневного проростка кукурузы укрепляют в резиновом зажиме хлорсеребряного электрода на расстоянии 1 см от зерновки (рис. 1). Второй электрод опускают в раствор: 1 мМ КС1 -1-0,5 мМ. СаСЬ. Корень проростка аккуратно погружают в раствор на глубину 1 мм. Со шкалы- милливольтметра снимают показания, вычитая (с учетом знака) исходную РП "между электродами. Далее регистрируют разность иотенциа- Иусимтелк постоянного *- тана. СрН-метру). 27 9. Зависимость разности потенциалов между зонами корня от глубины его погружения Наименование Глубина погружения корпя, мм I 3 5 7 10 15 30 25 Разность потенциалов, мВ: между погруженной в раствор частью корня и его основанием между зонами корня лов при ступенчатом погружении корня - вначале каждые 2 мм, затем каждые 5 мм. Результаты записывают по форме (табл. 9). Установление зависимости градиентов биопотенциалов от ионного состава среды. Корень пятидневного проростка кукурузы закрепляют в зажиме электрода на расстоянии 1 см от зерновки. Другой электрод опускают в испытуемый раствор. При последовательном (ступенчатом) погружении корня регистрируют знак и величину разности потенциалов в растворах КС1 и СаС12 следующих концентраций: 0,1; 1,0; 10,0 мМ и в буферных растворах КС1 с рН: 5,0; 7,0; 9,0. По данным опытов строят график: по оси ординат откладывают величины разности потенциалов для каждой из трех зон корня (в милливольтах), по оси абсцисс - концентрации испытуемых катионов. Отмечают зависимость разности потенциалов от концентрации калия и рН растворов. Материалы и оборудование. Пятидневные проростки кукурузы, раствор 1 мМ KCI + 0.5 мМ СаСЬ; 0,1; 1,0; 10,0 мМ растворы KG1 и СаС12; 0,1 М; 1,0; 10,0; 100,0 мМ растворы СаСЬ;" буферные растворы, с рН: 5,0; 7,0; 9,0. Стаканы на 100 мл высотой 8.. .10 см, хлорсеребряные электроды, штативы с держателем для электродов, милливольтметр постоянного тока (рН-метр). Работа 14. УСТАНОВЛЕНИЕ ЗАВИСИМОСТИ БИОПОТЕНЦИАЛОВ КЛЕТОК КОРНЯ ОТ ТЕМПЕРАТУРЫ Вводные пояснения. Одна из составляющих разности биоэлектрических потенциалов обусловлена работой 28 мембранных электрогенных насосов и поэтому связана с основным энергетическим процессом - дыханием. Дыхание при низкой температуре может быть «выключено». Это сопровождается деполяризацией клетки. Цель работы - выявить зависимость мембранной разности потенциалов эпидермальных клеток корня от температуры и определить температурный коэффициент этой зависимости. Порядок работы. Определение зависимости мембранных потенциалов клеток э п и б л е- мы.корня от температуры. Корень четырех- шестидневного проростка тыквы длиной 5.. .6 см фиксируют в щелевидной камере глубиной 3 мм и шириной 1,5 мм, вырезанной в пластине из плексигласа толщиной 4 мм (рис. 2). Через камеру пропускают ptствор (1 мМ КСИ-0,5 мМ СаСЬ). В боковой стенке камеры есть отверстие диаметром 1 мм, через которое вводят микроэлектрод. -Для охлаждения раствора п корня камеру закрепляют на термостолпке мпкрохолодильиика ТОО 11, включенного в электрическую сеть через автотрансфор- ^Л / //у п 12 13 Рис. 2. Блок-схемл установки дли изучения температурной зависимости разности потенциалов клеток корпя: 1 -■ проросток тыкни; 2 - щелеппдиия камера; 3- микроскоп МБС-1; 4 - электрод сравнения; Л - мш.роздектрсд; 6 - милливольтметр постоянного тока (рП негр); 7- самопишущий мил.» [вольтметр постоянного тока; й -■ самописец; !) ~ прпПор, регистрирующий ">ечпературу раствора; lu- микро- термисгор конструкции В, Г. Кармаиоы: // - охлаждающий члеммт ТОС-11; /;." -питающее ycipoiicnio TQC-1I; 13 - литотгхшеформмтор ЛАТР-2; I! ■ - с in ("шли iurop напряжения 29 матор ЛАТР-2. Регулируя напряжение тока питания охлаждающего столика, можно плавно менять режим охлаждения. Температуру раствора в камере регистрируют при помощи микротермистора МТ-54 конструкции В. Г. Карманова. Микроэлектроды изготавливают из специального стекла пирекс, на полуавтоматической установке МЭ-3 или МЭ-4 и заполняют 2,5 мМ раствором КС1 (диаметр кончика микроэлектрода 0,5. ..1 мкм). Для тонкой подачи микроэлектрода (точность до 0,5 мкм) используют микроманипулятор ММ-1 или верньерное устройство от микроскопа, на подвижной части которого крепят хлорсеребряный электрод ЭВЛ-1МЗ с микроэлектродом. Электрод сравнения, выполненный аналогично на основе промышленного хлорсеребряного электрода, погружают в раствор, омывающий корень. Микроэлектрод вводят г под микроскопом МБС-1 при увеличении Х80...Х140. Прежде чем ввести микроэлектрод в клетку, регистрируют межэлектродную разность потенциалов в растворе, омывающем корень при 22 °С. Далее под микроскопом при помощи микроманипулятора электрод вводят в эпидермальную клетку зоны растяжения - начала образования корневых волосков, т. е. в 6.. .8 мм от кончика корня. При удачном введении микроэлектрода регистрируется устойчивая разность потенциалов (с учетом межэлектродной РП) порядка 150. ..175 мВ. Падение РП после введения электрода возможно вследствие травмирования, клетки или введения электрода в межклеточное пространство. При стабильном значении мембранной разности потенциалов начинают охлаждать камеру, увеличивая напряжение питания термостолика при помощи автотрансформатора таким образом, чтобы скорость изменения температуры составляла примерно 0,5 °С в минуту. При 12 и 2°С регистрируют РП в течение 10. ..15 мин. Плавно восстанавливая исходный температурный режим, наблюдают восстановление РП. При снижении температуры с 22 до 12°С температурный коэффициент составляет 1,2. ..1,3, в диапазоне 12...2°С он увеличивается до 2. ..2,5. Определение температурного коэффициента. Корень пяти-шестидневного проростка тыквы аккуратно закрепляют в зажиме электрода на рас- 30 стоянии 1 см от семени. Второй электрод опускают в раствор 1,0 мМ KCl + 0,5 мМ СаС12 при 22°С, в котором находится апикальная часть корня длиной 5 мм. С учетом межэлектродной разности потенциалов регистрируют РП между основанием и апикальной частью корня в этом растворе, а затем в растворах того же состава, но при различной температуре. Продолжительность измерения разности потенциалов в каждом опыте 10 мин. Результаты записывают по форме (табл. 10). 10. Схема записи результатов Наимеиооание Температура раствора, "С 12 2 12 22 32 42 52 Разность потенциалов, мВ Температурный коэффициент (Qio) Материалы и оборудование. Пятидневные проростки тыквы с неискривленными корнями длиной 5.. .6 см, раствор для объекта 1 мМ КС1 -I- 0,5 мМ СаС12] 2,5 мМ раствор KG для заполнения микроэлектродов. Камеры из плексигласа, охлаждающий термостолик ТОС-И, автотрансформатор ЛАТР-2, измеритель температуры с микротер- мистором МТ-54 конструкции В. Г. Кармапова, трубочки диаметром 1,2. .Л,8 мм из стекла С-38-1 (ппрекс) для микроэлектродов, полуавтомат для изготовления мнкроэлектродов МЭ-3 пли МЭ-4, устройство для микроподачи электрода (микроманипулятор ММ-1 или верньерное устройство микроскопа), лабораторный хлорсереб- ряпый электрод ЭВЛ-ЗМ с цанговым зажимом для микроэлектрода, высокоомиый милливольтметр постоянного тока (рН-метр), микроскоп МБС-1, штативы с держателями для микроэлектродов. Работа 15. ОПРЕДЕЛЕНИЕ РАЗНОСТИ БИОПОТЕНЦИАЛОВ МЕЖДУ ПОВРЕЖДЕННЫМИ И НЕПОВРЕЖДЕННЫМИ УЧАСТКАМИ ТКАНИ РАСТЕНИЯ Вводные пояснения. В общей электрофизиологии выделяют демаркационный биопотенциал, или потенциал повреждения. Это градиент потенциалов, регистрируемый между поврежденным и нативным участками листа, корня (повреждение может быть вызвано перерезанием, ожогом, промораживанием и пр.). Область по- 31 вреждения ткани или клетки всегда электроотрицательна. В норме между однородными участками стебля, корня, черешка листа разность потенциалов невелика. Нарушение целостности клеточных структур создает условия для контакта с внутриклеточным содержимым (со временем поврежденный участок изолируется мембранными структурами). Демаркационный потенциал нестабилен, что связано с процессами возбуждения и репарации тканей. Цель работы - продемонстрировать возникновение отрицательного биопотенциала в области повреждения ткани. Порядок работы. Корень пятидневного проростка кукурузы закрепляют в зажиме электрода на расстоянии 1 см от зерновки. Другой электрод опускают в раствор 1 мМ KCl + 0,5 мМ СаС12) в который погружают корень на глубину 1 мм. Регистрируют разность потенциалов между меристемной зоной корня и его основанием. Сделав срез корня (в растворе) на расстоянии 1 мм от его кончика, сразу же измеряют демаркационный потенциал зоны деления клеток. Разность потенциалов регистрируют с одноминутным интервалом в течение 15 мин. Аналогично регистрируют биопотенциал повреждения корня в зоне растяжения и корневых волосков, перерезая корень в 5 и 15 мм от кончика корня соответственно. В каждом опыте используют свежий проросток. Материалы и оборудование. Пятидневные проростки кукурузы, раствор 1 мМ КС1 + 0,5 мМ СаС1а. Два иеполярнзугощпхся хлорсеребряных электрода типа ЭВЛ- ЗМ, милливольтметр постоянного тока (рН-метр), штативы с держателем электродов. Работа 16. НАБЛЮДЕНИЕ СВЕТОИНДУЦИРОВАННЫХ ИЗМЕНЕНИЙ РАЗНОСТИ ПОТЕНЦИАЛОВ ФОТОСИНТЕЗИРУЮЩИХ КЛЕТОК Вводные пояснения. Светоиндуцированные изменения мембранной разности потенциалов обычно определяются чередующимися волнами деполяризации и гиперполяризации. Однако у ряда растений (элодея, валлисне- рия и др.) наблюдается четкая гиперполяризация при освещении листа после темноты, достигающая 80. мВ. Это свидетельствует о энергозависимости мембранной разности потенциалов, возрастающей при

-- [ Страница 1 ] --

МИНИСТЕРСТВО ОБРАЗОВАНИЯ И НАУКИ РФ

АСТРАХАНСКИЙ ГОСУДАРСТВЕННЫЙ УНИВЕРСИТЕТ

ПРАКТИКУМ

ПО ФИЗИОЛОГИИ РАСТЕНИЙ

Учебное пособие

для студентов, обучающихся по специальностям:

020200 Биология;

110201 Агрономия

Составитель:

Н.Д. Смашевский Издательский дом «Астраханский университет»

доктор биологических наук, заведующий кафедрой биологии с курсом ботаники Астраханской государственной медицинской академии Б.В. Фельдман;

доктор сельскохозяйственных наук, профессор, заслуженный деятель науки Российской Академии сельскохозяйственных наук В.В. Коринец Смашевский Н. Д. Практикум по физиологии растений: учебное пособие / Н. Д. Смашевский. – Астрахань: Астраханский государственный университет, Издательский дом «Астраханский университет», 2011. – 77 с.

Содержит комплекс лабораторно-практических работ, составленных на базе основных разделов общего курса физиологии растений, и отработанных многолетней практикой, в котором использован принцип сравнения реакции разных растительных объектов на одинаковые или различные факторы. К каждой работе дано теоретическое обоснование.

ISBN: 978-5-9926-0461- © Астраханский государственный университет, Издательский дом «Астраханский университет», © Н. Д. Смашевский, составление, © Ю. А. Ященко, дизайн обложки,

ПРЕДИСЛОВИЕ

Физиология растений – фундаментальная наука, изучающая закономерности процессов жизнедеятельности растительных организмов в непосредственной связи и взаимодействии с условиями окружающей среды.

Физиология растений – это экспериментальная наука, раскрывающая с помощью эксперимента сущность физиологических и биохимических процессов растений. Поэтому в теоретическом лекционном курсе большое внимание и время отводится лабораторным экспериментальным работам.

Предлагаемый практикум составлен на базе общего курса физиологии растений и включает все основные разделы: физиология растительной клетки, водный режим, фотосинтез, минеральное питание, дыхание, рост и развитие растений, устойчивость растений к неблагоприятным условиям среды.

В практикуме подобраны работы, отработанные многолетней практикой, в которой предусмотрен принцип сравнения реакции разных растительных объектов на одинаковые или изменяющиеся факторы среды.

Практикум предусматривает углубление и закрепление теоретических знаний, методическую подготовку студентов к проведению физиологических экспериментов, анализу полученных результатов и их оформление в виде таблиц, графиков, рисунков, умению объяснить полученные результаты, необходимых студентам при выполнении экспериментальных курсовых и дипломных работ.

Тема: ФИЗИОЛОГИЯ РАСТИТЕЛЬНОЙ КЛЕТКИ

Работа 1. Явление плазмолиза и деплазмолиза Растения находятся в условиях постоянного взаимодействия с окружающей средой. Одним из моментов этого взаимодействия является связь корня с почвой, из которой он поглощает воду и элементы минерального питания. Для этого протоплазма клеток корня обладает свойством особой избирательной полупроницаемости. Для поглощения воды клетка представляет собой идеальную осмотическую систему, позволяющую поглощать ее легко и быстро. В то же время, она обладает свойством поглощать и минеральные вещества, но значительно менее активно. В силу строения цитоплазмы клеток и ее пограничных мембран: плазмалеммы и тонопласта, живая клетка поглощает вещества избирательно и с разной скоростью, а для некоторых она вообще не проницаема, например, для пигментов клеточного сока. Растительная клетка состоит из прочной клеточной стенки, через которую свободно диффундируют любые растворенные вещества в протопласт и вакуоли. Вакуоль заполнена клеточным соком с растворенными в ней органическими и минеральными веществами и поэтому обладает потенциальным осмотическим давлением, которое реализуется при погружении клетки в растворы с разной концентрацией солей, и способного поглощать или отдавать быстрее воду, чем растворенные в ней вещества. Вода или растворенные соли диффундируют по градиенту их концентрации. В гипертоническом растворе с более высокой концентрацией солей, чем концентрация клеточного сока, вода из вакуоли перемещается в более концентрированный наружный раствор значительно быстрее, чем проникают соли в клетку, в котором градиент воды ниже чем в клеточном соке. При потере воды в гипертоническом растворе падает тургор клеточной стенки, уменьшается объем вакуоли и цитоплазма отстает от оболочки, а пустоты между цитоплазмой и клеточной стенкой заполняются плазмолитиком. Это явление получило название плазмолиза. Плазмолиз – отставание цитоплазмы от стенок клетки в гипертоническом растворе, вследствие потери воды вакуолью и уменьшения ее объема.

Рис. 1. Различные формы плазмолиза: 1 – клетка в воде, нет плазмолиза.

Клетки в гипертоническом растворе: 2 – уголковый плазмолиз; 3 – вогнутый плазмолиз; 4, 5 – разная степень выпуклого плазмолиза Плазмолиз наступает не сразу и имеет несколько этапов. Сначала цитоплазма отстает от оболочки по уголкам (уголковый плазмолиз, на рис.

1 поз. 2), затем во многих местах образуются вогнутые поверхности (вогнутый плазмолиз, на рис. поз. 3) и, наконец, приобретает округлую форму (выпуклый плазмолиз, на рис. поз. 4, 5). Плазмолиз хорошо заметен в клетках с окрашенным клеточным соком или окрашенным в растворе нейтрального красного. Плазмолиз может наступать только при условии разной проницаемости растворителя и растворенных веществ. К плазмолизу способна только живая клетка, в убитой клетке плазмолиз невозможен, так как цитоплазма теряет свойство полупроницаемости и становится полностью проницаемой (сквозная проницаемость) как для воды, так и для растворенных в ней веществ. Плазмолиз – обратимый процесс. У плазмолизированной клетки, погруженной в чистую воду, плазмолиз исчезает, наступает деплазмолиз. Причем деплазмолиз наступает быстрее чем плазмолиз и не имеет промежуточных форм.

Ход работы. С помощью препаровальной иглы подорвать эпидермис с морфологически нижней окрашенной стороны чешуи луковицы и пинцетом, захватив за край надреза эпидермиса осторожно содрать его. Желательно чтобы такой срез был однослойным. Поместить срезы в каплю воды на предметное стекло, закрыть покровным стеклом и рассмотреть в микроскоп клетки, заполненные окрашенным клеточным соком. Затем заменить воду на 1 М раствор сахарозы или 1 М NaCl (последний дает более быстрый, четкий и устойчивый плазмолиз), для чего нанести на предметное стекло рядом с краем покровного большую каплю раствора и отсосать воду кусочком фильтровальной бумаги, прикладывая его с другой стороны покровного стекла. Повторить этот прием 2–3 раза до полной замены воды раствором. Следить в микроскоп за тем, что происходит в клетках, наблюдая за скоростью плазмолиза и его этапами. Через 15–20 минут, когда плазмолиз ярко выражен, это обычно уже выпуклый плазмолиз, ввести под покровное стекло каплю чистой воды, также используя фильтровальную бумагу и вновь наблюдать за изменениями, происходящими в клетках. Приготовить второй срез эпидермиса, поместить его в большую каплю воды на предметное стекло и убить клетки, нагревая препарат на пламени спиртовки (нагревать следует осторожно, не допуская полного испарения воды).

Отсосать воду фильтровальной бумагой, нанести на срез каплю используемого плазмолитика, закрыть покровным стеклом и рассмотреть препарат в микроскоп через несколько минут. Установить, происходит ли плазмолиз.

Записать результаты всех наблюдений и сделать схематические рисунки клеток в воде и в растворе плазмолитика, обозначить формы плазмолиза и состояние клетки.

Сделать выводы, ответить на следующие вопросы:

1. Что такое плазмолиз и каковы его причины?

2. Почему наступает плазмолиз?

3. Как происходит деплазмолиз?

4. Способны ли плазмолизироваться мертвые клетки?

5. В каком случае вода будет поступать в корневой волосок корня из почвы?

6. Можно ли использовать метод плазмолиза для диагностики жизнеспособности клеток органов растения, перенесшего резкие воздействия неблагоприятных условий среды (перезимовка озимых, почек плодовых растений и др.).

Материалы и оборудование: луковица синего лука, 1 М раствор сахарозы, лучше NaCI, скальпель, препаровальная игла, микроскоп, предметные и покровные стекла, полоски фильтровальной бумага, спиртовка, спички, марлевые салфетки.

Работа 2. Определение осмотического потенциала (осмотического давления) клеточного сока методом плазмолиза Растительная клетка представляет собой идеальную осмотическую систему, у которой полупроницаемой мембраной, разделяющей раствор клеточного сока от наружного раствора, является цитоплазма. Как известно, осмос – это диффузия растворителя в раствор через полупроницаемую мембрану. Он может проходить и при разной концентрации прилегающих через мембрану растворов. Между такими растворами возникает осмотическое давление, связанное с энергией частиц, оказывающих давление на мембрану. Проявление осмотического давления возможно только в том случае, если раствор с меньшей концентрацией отделен полупроницаемой мембраной от раствора с большей концентрацией. Оказывается, что раствор в стеклянном стакане тоже обладает осмотическим давлением, которое зависит от его концентрации, т.е. в основе осмотического давления лежит энергия растворенных частиц и поэтому этот раствор обладает осмотическим потенциалом. Это может быть отнесено к любому раствору, как и к раствору клеточного сока.

Любой раствор подчиняется основным законам идеальных газов, при котором его осмотическое давление, что соответствует и его осмотическому потенциалу (Р), зависит от газовой постоянной величины (R), равной 0,082, абсолютной температуры по Кельвину (Т) и концентрации раствора в молях (с). На диссоциирующие растворы электролитов вводится поправка изотонический коэффициент (i), представляющий собой отношение осмотического давления электролита к осмотическому давлению неэлектролита той же молярной концентрации. Любой электролит при растворении диссоциирует на ионы, что увеличивает общее содержание осмотически активных частиц (NaCl Na+ + Cl–), неэлектролиты не диссоциируют и для них нет поправочного изотонического коэффициента. Поэтому общее уравнение осмотического потенциала любого раствора электролита определяется по уравнению Вант Гоффа и выражается в атмосферах.

Осмотический потенциал клеточного сока играет важное значение в жизни растительной клетки, так как обеспечивает поступление воды в клетку из внешнего раствора. Осмотический потенциал или осмотическое давление выражается в атмосферах, т.е. той силе, которую нужно приложить, чтобы предотвратить поступление воды в клетку. Осмотический потенциал клеточного сока клетки можно определить косвенным методом.

Метод основан на подборе такой концентрации наружного раствора, который вызывает начальный (уголковый) плазмолиз. Осмотический потенциал такого наружного раствора будет примерно равен осмотическому потенциалу (давлению) клеточного сока.

Для этого надо взять несколько растворов и определить тот, который равен осмотическому давлению клеточного сока, называемого изотоническим. Изотонический раствор будет находиться между раствором где примерно у 50 % клеток отмечен уголковый плазмолиз, и раствором, который не вызывает плазмолиза. Отсюда следует, что изотонический раствор будет средним арифметическим между концентрациями этих растворов.

Ход работы. Приготовить растворы NaCI 0,7; 0,6; 0,5; 0,4; 0,3; 0,2;

0,1 М. Приготовить необходимые растворы можно следующим образом. Из приготовленного 1 М раствора рекомендуется готовить по 10 мл каждого раствора в воде по нижеприведенной схеме.

Тщательно перемешать растворы, налить их в баночки, снабженные соответствующими записями, и закрыть крышечками для защиты от испарения. Для экономии рабочего времени на занятиях лучше воспользоваться заранее приготовленными растворами соответствующих концентраций, как описано выше.

Приготовить, используя препаровальную иглу и пинцет 14 тонких срезов исследуемой ткани, окрашенной кожицы синего лука, и поместить их в баночки с раствором по 2 среза в каждый раствор, начиная с самого концентрированного. Через 20–30 минут рассмотреть срезы в микроскоп в капле соответствующего раствора в той же последовательности. Стеклянную палочку, которой наносилась капля раствора, кисточку и стекла после каждого раствора споласкивать водой и вытирать.

Результаты оформить, заполняя таблицу.

Степень плазмолиза Рисунок клетки Во второй строке указать, в каком состоянии находятся большинство клеток среза (нет плазмолиза, уголковый, вогнутый, выпуклый), в третьей строке схематично зарисовать одну клетку, характерную для данного среза.

Установив изотоническую концентрацию, в прилагаемой таблице, вычислить осмотическое давление клеточного сока по уравнению ВантГоффа:

где: Р – осмотическое давление в атмосферах;

R – универсальная газовая постоянная (0,082);

T – абсолютная температура по Кельвину (373 + температура в период опыта в С);

C – концентрация раствора в молях;

i – изотонический коэффициент Вант-Гоффа, представляющий собой отношение осмотического давления раствора электролита к осмотическому давлению раствора не электролита той же молярной концентрации.

Значение изотонического коэффициента для раствора NaCI Сделать выводы о зависимости степени плазмолиза в клетках от концентрации наружного раствора и указать установленную величину осмотического потенциала клеточного сока в изучаемом объекте.

Материалы и оборудование: головка синего лука, микроскоп, препаровальная игла и пинцет, предметные и покровные стекла, стаканчики с крышечками с наклейками концентраций, растворы NaCl: 0,1; 0,2; 0,3; 0,4; 0,5; 0,6; 0,7 М; часы, калькулятор, цветные карандаши.

Работа 3. Определение водного потенциала (сосущей силы) клеток растительных тканей методом Уршпрунга Водный потенциал (вод) определяет меру активности воды, т.е. ее способности проникать в клетку или выходить из нее. Она зависит от величины осмотического потенциала (осм) и тургорного давления клеточной стенки (дав), создаваемого растяжением эластичной клеточной стенки и направленного в противоположную сторону гидростатического давления клеточного сока на клеточную стенку. Поэтому вод в клетке уменьшается при насыщении клетки водой, а при полном ее насыщении, он равен 0. Вода в клетку не поступает, т.к осмотический потенциал равен тургорному давлению клеточной стенки (–осм = + дав). С уменьшением насыщения клетки водой дав снижается и при отсутствии (клетка в состоянии плазмолиза) водный потенциал равен всему осмотическому потенциалу (– вод = – осм). Обычно в клетках тканей водный потенциал равен разности между осмотическим потенциалом и потенциалом давления, что и обеспечивает непрерывность поступления воды в клетку. Чем меньше воды в клетке, тем выше отрицательный водный потенциал, то есть больше сосущая сила поступления воды в клетку.

Определение водного потенциала основанного на подборе внешнего раствора с известной концентрацией, водный потенциал которого окажется равным величине водного потенциала клеток тканей (вод тк). Водный потенциал внешнего раствора (вод) всегда равен его осмотическому потенциалу (осм), т.к. он не ограничен эластичной оболочкой и тургорное давление (потенциал давления, дав = 0) отсутствует. При погружении полосок исследуемой ткани в раствор с повышенной концентрацией, в котором меньше воды, и водный потенциал (вод) более отрицательный, чем водный потенциал клеток растительной ткани (вод тк), длина полосок тканей при потере воды и падении тургора уменьшается. Если наоборот, то клетки поглощают воду из раствора, объем их увеличивается и длина ткани соответственно увеличивается. Длина полосок не изменяется в том растворе, у которого –вод равен –вод тк, т.е. когда солевые растворы равны по концентрации.

Ход работы. Из картофельных клубней разной степени насыщенности водой, при помощи ножа вырезать пластины 3–5 мм толщиной, причем рекомендуется резать вдоль клубня. Из пластин нарезать вдоль 7 полосок шириной 3–4 мм, подрезать концы так, чтобы полоски были примерно одинаковой длины. Тщательно измерить каждую полоску с точностью до 0,5 мм и поместить по одной в пробирки и залить соответствующим раствором NaCl, чтобы полоски были полностью погружены в раствор. Все операции делают быстро, не допуская подвядания полосок.

Через 30 минут извлечь полоски, тщательно измерить их длину и записать результаты в таблицу.

Исходная длина полосок, мм Длина полосок через 30 минут, мм Разность длины, мм Степень тургора Данные для 4-ой строки (разность длины полосок) получить путем вычитания из большей величины меньшую, обозначив увеличение цифры знаком «+», уменьшение – «–». В последней строке указать каков тургор (сильный, средний, слабый, нет). Для его определения полоски последовательно, начиная от воды разложить на край чашки Петри, чтобы они наполовину выступали за края, по степени изгиба определить величину тургора.

Объяснить причины изменения длины полосок, найти изотонический раствор, в котором длина не изменилась, где осм этого раствора оказался равным вод тк. Определить величину осм раствора, которая и будет соответствовать вод. тк, по уравнению Вант-Гоффа:

где: вод (осм) – водный потенциал (сосущая сила) изотонического раствора для водного потенциала клеток ткани.

R – газовая постоянная 0,082;

Т – абсолютная температура в градусах С;

С – концентрация раствора в молях (М);

i – изотонический коэффициент, характеризующий степень гидролитической диссоциации растворенного вещества.

Значение изотонического коэффициента i для растворов NaCl (25 0C) Материал и оборудование: раствор NaCl: 1,0; 0,8; 0,6; 0,4; 0,2; и 0,1 М, дистиллированная вода, мерный цилиндр или пипетки на 10 мл, штативы для пробирок, пробирки, нож или скальпели для нарезки полосок тканей, линейки, препаровальные иглы, пинцеты, крупные удлиненные клубни картофеля, чашки Петри.

Работа 4. Проницаемость плазмалеммы для ионов К+ и Са++ (наблюдение за колпачковым плазмолизом) Проницаемость цитоплазмы для различных веществ не одинакова, и зависит от проницаемости ее пограничных мембран – плазмалеммы и тонопласта. Вещества могут пройти через плазмалемму, но слабо или совсем не проникают через тонопласт и накапливаются в цитоплазме.

Примером такого свойства мембран может служить колпачковый плазмолиз, который происходит в следствие того, что тонопласт менее проницаем для ионов К+. Одновалентные ионы К+, проникшие в цитоплазму, задерживаясь в ней, вызывают ее сильную гидратацию и набухание, что проявляется на полюсах выпуклого плазмолиза в виде протоплазматических колпачков. Са++, напротив, отнимает воду, и делает цитоплазму более вязкой и колпачки не образуются.

Это указывает на различную проницаемость пограничных мембран для различных веществ.

Ход работы. Приготовить срез нижнего эпидермиса чешуи лука, содержащего антоци- Рис. 2. Колпачковый плазмолиз.

ан. Срез погрузить в раствор 1 М азотнокисло- 1 – раствор КNО3, проникго калия (КNO3) и азотнокислого кальция ший через оболочку, 2 – циCa(NО3)2), налитые в стеклянные стаканчики с топлазма, разбухшая под крышечкой, чтобы не происходило испарения раствора и концентрация его не повышалась. Срез оставляют лежать в растворе 0,5–1 час. После этого срезы рассматривают в микроскоп, сначала при малом, затем при большом увеличении. В варианте с К+ в ряде клеток ясно обнаруживается так называемый колпачковый плазмолиз. Протопласт дает выпуклый плазмолиз, у которого со стороны поперечных стенок клеток цитоплазма набухает и приобретает форму колпачков (см. рис. 2). Это увеличение объема плазмы (колпачок) обусловливается разжижающим действием ионов К+, которые относительно легко проходят через плазмалемму в протопласт и гораздо медленнее проникают далее в вакуоль, т.к.

тонопласт, граничащий с вакуолью, обладает калия гораздо меньшей проницаемостью для ионов, чем плазмалемма. В параллельном опыте с нитратом кальция, никогда нельзя получить колпачкового плазмолиза, т.к. ион Са++ не вызывает набухания протопласта, т.к. оказывает противоположное действие, обезвоживая цитоплазму и повышая ее вязкость.

Таким образом, колпачковый плазмолиз в клетке наступает из-за слабой проницаемости тонопласта, а колпачки плазмы образуются вследствие ее набухания от проникших в мезоплазму,через плазмолемму, ионов К+.

Сделать рисунок клетки с колпачками циотопзамы и выводы, объяснить причину образования колпачка цитоплазмой.

Материалы и оборудование: луковица синего лука, раствор азотнокислого калия (КNO3) – 1 М, раствор азотнокислого кальция (Ca(NO3)2 – 1 М, предметные и покровные стекла, пинцет, препаровальная игла, микроскоп, стеклянные баночки с крышечками для погружения срезов в растворы солей, карандаши.

Работа 5. Изменение проницаемости цитоплазмы при повреждающем действии различных факторов среды Важнейшим свойством клеточных пограничных мембран плазмалеммы и тонопласта является избирательная полупроницаемость, благодаря чему через них проходят молекулы только определенных веществ, для других они непроницаемы, например, для пигментов клеточного сока.

Избирательная проницаемость мембран цитоплазмы сохраняется до тех пор, пока клетка остается живой и способной поддерживать их структуру. Любой фактор внешней среды, приводящий к гибели клетки, или нарушению структуры цитоплазмы и компонентов пограничных мембран, приводит к увеличению, вплоть до полной (сквозной) проницаемости. Это хорошо демонстрируется на клетках ткани корнеплода столовой свеклы, в вакуолях которой содержится – бетацианин – пигмент, придающий корнеплоду окраску. Тонопласт живых клеток непроницаем для молекул этого пигмента. При потере этого свойства клеточный сок выходит из клетки в наружную среду. По степени окраски раствора в пробирке можно судить о степени повреждения клетки.

Ход работы. Вырезают из красной столовой свеклы пробочным сверлом с D 0,5 cм или скальпелем брусочки размером примерно 2 0,5– 0,7 см, входящие по диаметру в пробирки. Выравнить брусочки, удаляя ткань со стороны коры, чтобы они во всех пробирках были одинаковы по объему. Вырезанные брусочки тщательно промыть под водопроводной водой или в кристаллизаторе с водой. Затем поместить их по 1–2 в каждую из пяти пробирок и залить равным объемом следующими жидкостями по схеме, указанной в таблице.

Раствор с хлороформом и тканью свеклы тщательно встряхнуть, так как хлороформ не смешивается с водой.

Окраска раствора Пробирку № 2 с кусочком свеклы, погруженным в воду, кипятить в течение 1,5–2 минут, чтобы убить клетки.

Через 30 минут встряхнуть пробирки и по интенсивности окраски раствора в пробирках сделать вывод о силе повреждения растительной ткани различными факторами, записав окраску раствора в таблицу.

Выявить изменение проницаемости мембран клеток тканей в зависимости от действия разных факторов и сделать выводы о механизме их действия на цитоплазму и компоненты пограничных мембран, приводящих к потере цитоплазмой полупроницаемости.

Материалы и оборудование: корнеплод красной столовой свеклы, штатив с 5 пробирками, спиртовка, спички, кристаллизатор с водопроводной водой, хлороформ, 30 %-ная уксусная кислота, 50 %-ный спирт, пробочное сверло диаметром 0,5– 0,7 см или скальпель, химический стакан с дистиллированной водой, мерный цилиндр на 10–20 мл.

Работа 6. Влияние ионов К+ и Са++ на вязкость цитоплазмы Вязкость цитоплазмы играет важную роль в жизнедеятельности клетки. Повышение вязкости цитоплазмы снижает протекание в ней скорости биохимических процессов обмена веществ, но при этом повышает ее устойчивость к высоким температурам, водоудерживающую способность тканей листа, повышая жаростойкость и засухоустойчивость. Напротив, снижение вязкости в тех случаях имеет противоположное действие, но при снижении температуры сохраняет повышенный обмен веществ, и повышает холодостойкость. Вязкостью в клетках растений можно управлять, а следовательно и повышать их устойчивость.

Наружный слой цитоплазмы (плазмалемма) более проницаем, чем, расположенный на границе с клеточным соком, тонопласт. Ионы минеральных солей способны проникать через плазмалемму в мезоплазму, вызывая изменение ее коллоидных свойств, в том числе вязкости. Ионы К+, вызывая гидратацию цитоплазмы снижает вязкость, ускоряя переход цитоплазмы в выпуклый плазмолиз (рис. 3 поз. 1), напротив, двухвалентный ион Са++ снижает гидратацию цитоплазмы, повышает ее вязкость, трудно отстающей от оболочки, образуя длительно вогнутый (рис. 3, поз. 2) и даже судорожный плазмолиз (рис. 3, поз. 3–4).

Ход работы. Нанести на предметные стекла по капле растворов KNO3, Ca(NO3)2 (cделать на стеклах соответствующие надписи), поместить в растворы по кусочку эпидермиса с окрашенным клеточным соком (синий лук, листья бегонии) и закрыть покровными стеклами. Засечь время для каждого среза. Во избежание испарения и высыхания периодически наносить каплю раствора на край покровного стекла. Наблюдать за прохождением плазмолиза, отметить время наступления выпуклого плазмолиза.

во многих местах вогнутые поверхности (вогнутый плазмолиз), если же вязкость цитоплазмы мала, то вогнутый Рис. 3. Различные формы плазмолиза: 1 – выпуклый плазмо- плазмолиз быстро переходит в выпуклиз, 2 – вогнутый плазмолиз, 3 и лый. Продолжительность плазмолиза 4 – различные степени вогнутого определяется временем от погружения и судорожного плазмолиза клетки в раствор до наступления выпо Э. Кюстеру) пуклого плазмолиза. В зависимости от природы плазмолизирующей соли время плазмолиза обычно составляет от 1 до 20 минут.

KNO Ca(NO3) В таблице сделать зарисовки характерных клеток и указать время наступления плазмолиза. На основании полученных результатов сделать выводы о влиянии катионов на вязкость цитоплазмы.

Материал и оборудование: луковица синего лука или листья бегонии, микроскоп, предметные и покровные стекла, пипетки глазные, препаровальная игла, пинцет, карандаши.

Работа 7. Наблюдение за движением цитоплазмы растительной клетки Цитоплазма растительной клетки, как живое вещество, обладает уникальными физическими свойствами – свойством жидких и твердых тел.

Она обладает текучестью и вязкостью, присущими жидкостям, эластичностью и пластичностью, присущими твердым телам. Каждое свойство цитоплазмы позволяет выполнять роль среды, где протекают все процессы жизнедеятельности, и способно приспосабливаться к изменяющимся условиям, сохраняя жизнеспособность. Цитоплазма, как сложная гетерогенная коллоидная система, обладает текучестью, которая обнаруживается по движениям внутриклеточных органелл, особенно четко хлоропластов, увлекаемых движущимся цитозолем. Различают круговые движения вдоль клеточной стенки, если в центре находится одна центральная вакуоль, или струйчатые, если в клетке несколько крупных вакуолей. Скорость движения цитоплазмы может служить мерой активности клетки, ее функционального состояния. На скорость движения цитоплазмы оказывают влияние температура, интенсивность света и его качество. Скорость движения подавляется ингибиторами дыхания и другими антибиотическими веществами. Источником энергии для движения цитоплазмы служит АТФ.

Биологическое значение движения цитоплазмы состоит в том, что переносятся внутриклеточные метаболиты между органеллами, обеспечивается газообмен, передача сигналов от одной клетки к другой и др.

В основе механизма движения цитоплазмы лежит механическое волнообразное сокращение сократительных белков при взаимодействии актина и миозина с расходованием энергии АТФ.

Наиболее наглядно движение цитоплазмы проявляется при движении хлоропластов в листьях водного растения элодеи, что используется для изучения движения и действия на движение различных факторов.

Ход работы. Опыт провести с листом элодеи, взятого вблизи точки роста, который полностью сформировался с интенсивным обменом веществ. Так как движение цитоплазмы связано с затратой энергии, то перед тем как отделить листик, веточку элодеи необходимо выдержать на солнечном свете или ярком свете настольной лампы в 100 ват в течение 15–20 минут. Лист поместить на предметное стекло в каплю воды, лучше в которой было растение, покрыть покровным стеклом и рассмотреть под микроскопом движение цитоплазмы по перемещению хлоропластов вдоль центральной жилки клетки, сначала при малом, а затем при большом увеличении.

Можно взять лист и от растения на рассеянном свете без явного движения цитоплазмы, но в данном случае осветить лист ярким светом под микроскопом через конденсор от тех же источников света, и через некоторое время наблюдать движение цитоплазмы. Отметить характер движения цитоплазмы и условия, необходимые для его проявления.

Материалы и оборудование: листья элодеи, микроскопы, предметные и покровные стекла, препаровальные иглы, настольные лампы, пипетки, вода.

Работа 8. Прижизненное окрашивание клеток нейтральным красным Цитоплазма не является идеальной полупроницаемой перепонкой.

Она пропускает не только воду, но и многие вещества, причем некоторые из них – со значительной скоростью. К числу таких веществ относится краска нейтральный красный, которая способна проникать в живые клетки и накапливаться в них в больших количествах. Отмирание цитоплазмы в них не происходит, в чем можно убедиться, вызвав плазмолиз окрашенных клеток (плазмолизироваться могут только живые клетки). Нейтральный красный (двуцветный краситель-индикатор): в кислой среде при pН меньше 6 он имеет малиновую окраску, а в щелочной – желтую. Поэтому метод может быть использован для окраски вакуолей и изучения плазмолитическим методом свойств цитоплазмы и осмотических явлений, так и определения реакции клеточного сока в клетке.

Ход работы. Приготовить 2–3 среза эпидермиса лука или листьев других растений с неокрашенным клеточным соком и поместить их на предметное стекло в большую каплю нейтрального красного. Через 10 минут отсосать раствор краски фильтровальной бумагой, нанести на срезы каплю воды, закрыть покровным стеклом и рассмотреть в микроскоп. Затем заменить воду на раствор 1 М NaCl или KCl и продолжить наблюдение сначала при малом, а затем при большом увеличении.

Зарисовать клетку в состоянии плазмолиза, отметив, какая часть окрашена красителем: оболочка, цитоплазма или вакуоль – и в какой цвет.

Сделать выводы о проницаемости цитоплазмы для нейтрального красного и о реакции (pН) содержимого исследованных клеток.

Материалы и оборудование: луковица обыкновенного лука, листья различных растений, 0,02 % водный раствор нейтрального красного в капельнице, 1 М р-р NaCl или KCl в капельнице, скальпель, пинцет, микроскоп, предметные и покровные стекла, фильтровальная бумага, лезвие бритвы, стеклянная палочка, стаканчик с водой.

Работа 9. Поступление веществ в клетку и накопление их в ней Необходимым условием жизнедеятельности растений является поступление в корень и затем во все растение необходимых минеральных веществ и воды. Рабочим органом, который их поглощает, является корневой волосок, т.е. клеточка корня. Поглощенные вещества из него уже затем передаются во все органы и ткани растения. Если вода поступает путем осмоса и накапливается в клеточном соке, то поступление веществ значительно затруднено. Одним из факторов поступления веществ является диффузия. Она основана на том, что вещества из более высокой концентрации через полупроницаемую мембрану поступают в область меньшей концентрации до выравнивания концентраций. Такой полупроницаемой мембраной в клетке служит наружная цитоплазматическая мембрана – плазмалемма. Если бы вещества поступали только по законам диффузии, то в клетке никогда не происходило бы их накопление. Растения часто попадают в очень разбавленные растворы, но поглощение вещества не прекращается. Это происходит потому, что в цитоплазме, несмотря на поступление веществ, их содержание увеличивается, а концентрация остается неизменной. Объясняется это тем, что вещества после поступления в цитоплазму моментально вступают во взаимодействие с клеточными коллоидами, связываются химически при синтезе сложных органических веществ.

А так как концентрация создается свободными ионами, то наружный раствор всегда более концентрирован. Это и обеспечивает постоянное поступление веществ в клетку и накопление их в ней, отмеченное Донаном и получившее название донановского равновесия («неуравновешенное равновесие»).

Это можно хорошо рассмотреть на модельном опыте. Если в качестве наружного раствора взять слабый раствор йода в йодистом калии и целлофановый мешочек, заполненный крахмальным клейстером, то это будет модель клетки, погруженной в минеральный раствор. Целлофан хорошо пропускает ионы йода (кристаллоид), но не пропускает крахмал (коллоид).

Поэтому йод будет проникать во внутрь целлофанового мешочка и окрашивать крахмал в синий цвет, а крахмал в раствор проникать не будет, это легко заметить, так как окрашивания раствора в стакане не будет. Поступление йода в мешочек будет продолжаться до тех пор, пока молекулы крахмала будут в состоянии связывать их. Можно добиться из слабого раствора полного перехода йода, он будет весь поглощен и Рис. 4. 1. – целофановый йодистом калии (раствор Люголя) и погрузить в кулечек, 2. – крахмальный и накопление ионов йода в 4. – стаканчик с раствором йода в йодистом калии Материалы и оборудование: 2 %-ный крахмальный клейстер, раствор йода в йодистом калии, химический стаканчик на 50 мл, целлофан, ножницы.

Работа 10. Обнаружение запасных сахаров в растительном материале Растворимые сахара широко распространены в растениях в качестве запасной формы. В плодах и овощах в больших количествах встречаются моносахариды (глюкоза и фруктоза) и дисахариды (сахароза). Причем у одних, например у сахарной свеклы, весь запасной сахар (около 20 %) состоит из сахарозы, а в плодах винограда, также содержащего около 20 % углеводов, состоящих из глюкозы и фруктозы примерно в равных количествах. У большинства же плодов и овощей содержатся все три сахара, с преобладанием одного из них. Таким образом, запасной формой могут быть сложные сахара, олигосахариды и полисахариды, и простые моносахариды.

Все моносахара, благодаря присутствию альдегидной или кетонной группы, являются редуцирующими, т.е. обладают восстанавливающими свойствами. Весьма распространенная в растениях, сахароза – нередуцирующее вещество, т.к. ее молекула состоит из остатков глюкозы и фруктозы, соединенных кислородом за счет карбонильных групп глюкозы и фруктозы, где кислород замкнут в гликозидной связи и не может вступать в реакции.

Характерная реакция на редуцирующие сахара – реакция восстановления фелинговой жидкости. Эту жидкость готовят непосредственно перед употреблением.

Для обнаружения редуцирующих сахаров, имеющих альдегидную или кетонную группу, приливают к исследуемому раствору равный объем фелинговой жидкости и доводят до кипения. При этом окись меди восстанавливается в закись, выпадающую в виде кирпично-красного осадка:

Для обнаружения сахарозы необходимо сначала подвергнуть ее гидролизу на глюкозу и фруктозу и лишь затем произвести реакции с жидкостью Фелинга. По количеству осадка закиси меди можно судить о количестве редуцирующих веществ, как содержащихся в исходном материале, так и в образовавшихся в результате гидролиза сахарозы.

Ход работы. Вначале проделать следующие качественные реакции.

1. Поместить в пробирку щепотку глюкозы, растворить в небольшом количестве воды (2–3 мл), прилить равный объем фелинговой жидкости и нагреть до кипения.

2. Растворить в воде щепотку сахарозы, добавить равный объем фелинговой жидкости и довести до кипения.

3. Приготовить в пробирке раствор сахарозы, добавить 2–3 капли 20 % соляной кислоты и кипятить для гидролиза в течение 1 минуты, нейтрализовать кислоту небольшим количеством пищевой соды, затем прилить равный объем фелинговой жидкости и вновь довести до кипения.

Отметить образуется ли в пробирках кирпично-красный осадок и сделать выводы о причинах наблюдаемых явлений. Это будет служить эталоном при определении запасных сахаров в растительном материале.

Анализ растительного материала. Нарезать на мелкие кусочки лук, морковь, свеклу. Поместить материал в отдельные пробирки (примерно 2/ пробирки), залить дистиллированной водой, чтобы покрылись кусочки и нагреть не менее 5 минут в кипящей водяной бане. Полученную вытяжку без растительных остатков осторожно перелить поровну в чистые сухие пробирки с этикетками или отмеченные маркером по стеклу. С одной порцией проделать реакцию на редуцирующие сахара с фелинговой жидкостью, долив ее в пробирку равного объема вытяжки и нагреть содержимое пробирки на спиртовке до 100 0С. Во второй пробирке произвести вначале гидролиз соляной кислотой, добавив к вытяжке 2–3 капли 20 % соляной кислоты и прокипятить в течение 1 минуты, после этого нейтрализовать небольшим количеством пищевой соды и прилить равный объем фелинговой жидкости, вновь нагреть до 100 0С. Отметить интенсивность образования закиси меди, имеющей кирпично-красный цвет.

Полученные результаты записать в таблицу, оценивая количество выпавшей закиси меди в баллах от 1 до 5.

Материалы и оборудование: свежие лук, морковь, сахарная свекла (можно столовую), глюкоза, сахароза, фелинговая жидкость (готовится непосредственно перед употреблением: путем смешения в равных объемах двух растворов. 1-й раствор: 4 г медного купороса растворить в дистиллированной воде и довести раствор до 100 мл; 2-й раствор: 20 г сегнетовой соли растворить в дистиллированной воде, добавить 15 г КОН или NaОH и долить дистиллированной водой до 100 мл); 20 %-ная НСl в капельнице;

Na2CO3 (порошкообразная пищевая сода); скальпели (3 шт.), штатив (3 шт.) с пробирками (по 5 шт.) и 1 шт. с 4 пробирками; нагретая до кипения водяная баня; спиртовка;

мерный цилиндр на 100–200 мл; пипетки на 2–3 мл (3 шт.); пробиркодержатели, спички, маркеры по стеклу.

Работа 11. Превращение веществ при прорастании семян В семенах различных растений в большом количестве накапливаются запасные питательные вещества, в основном в виде белков, жиров и углеводов. В семенах одних растений, например, клещевины, подсолнечника и др., жиры преобладают над углеводами, у других, например, злаков основным запасным веществом служит полисахарид крахмал, у бобовых – белки. При прорастании семян сложные запасные вещества при участии специфических ферментов превращаются в более простые (моносахара, жирные кислоты, аминокислоты и т.д.), которые используются в процессах роста и дыхания растений.

Для установления, каким превращениям подвергаются запасные вещества при прорастании, нужно сопоставить химический состав не проросших семян и этих же проросших. Проращивание необходимо проводить в темноте, чтобы исключить новообразование органических веществ в процессе фотосинтеза.

Ход работы. Растереть в разных ступках не проросшие и проросшие семена – крахмалистые (пшеницы) и масличные (клещевины, подсолнечника). Масличные семена перед измельчением очистить от кожуры. Поместить материал в разные пробирки. Залить небольшим количеством воды, нагреть в кипящей бане, затем слить в чистые пробирки. Прилить к полученным водным вытяжкам равный объем фелинговой жидкости и довести на спиртовке до кипения. По количеству образовавшейся закиси меди дать оценку содержания редуцирующих сахаров. К оставшемуся в пробирках материалу (мезге) крахмалистых семян прилить раствор йода в йодистом калии (р-р Люголя) и по интенсивности посинения дать оценку содержания крахмала. Аналогично добавить cудан-III к мезге проросших масличных семян. Сделать тонкие срезы не проросших семян (масличных), поместить на предметное стекло в капле раствора судан-III, закрыв покровным стеклом. Через 5 минут промыть срезы водой, не снимая покровного стекла, и рассмотреть в микроскоп. Дать оценку содержания жира по количеству и размерам капель, окрашенных в красный или оранжевый цвет. Упрощенно эту работу можно провести с растертой массой проросших и не проросших семян, капнув на нее раствор cудана-III и по степени покраснения оценить количество жира.

Нанести в капле воды на предметных стеклах небольшое количество эндосперма не проросших семян пшеницы, рассмотреть в микроскоп и зарисовать крахмальные зерна. Результаты записать в таблицу, оценивая содержание соответствующих веществ в баллах.

Крахмалистые не проросшие Крахмалистые проросшие Масличные не проросшие Масличные проросшие Материалы и оборудование: семена пшеницы и клещевины (подсолнечник), проростки этих растений, выросшие в полной темноте, фелинговая жидкость, раствор йода в йодистом калии в капельнице, раствор краски судан-III в капельнице, стакан с водой, препаровальные иглы, ступки с пестиками (4 шт.), водяная баня, пробирки с этикетками, скальпель, стеклянная палочка, спиртовка, держатель пробирок, лезвие безопасной бритвы, предметные и покровные стекла, микроскоп, фильтровальная бумага.

при действии амилазы при разных температурах Крахмал – сложное полимерное соединение, состоящее из двух компонентов: амилозы и амилопектина. Под действием фермента амилазы крахмал расщепляется до конечного продукта – глюкозы, которая является структурным мономером всего крахмала. Крахмал с йодом дает синюю окраску. Под действием фермента крахмал не сразу распадается до глюкозы, а постепенно, через ряд промежуточных продуктов, так называемых декстринов. Каждый декстрин имеет измененную окраску от сине-фиолетовой и фиолетовой до розовой, даже до зеленоватой, желтоватой и уже бесцветной мальтозы и глюкозы. Это и называется шкалой гидролиза крахмала, которая включает растворимый крахмал, дающий с йодом синефиолетовый цвет, амилодекстрины – фиолетовый, эритродекстрины – красно-бурый, красноватый, мальтодекстрины – от зеленоватого до желтоватого, мальтоза и глюкоза – бесцветны. Такой ступенчатый распад крахмала имеет важное биологическое значение, так как обеспечивает постепенное и эффективное использование запасного вещества.

С помощью амилазы, полученной из солода проросших семян злаков (ячменя, пшеницы), в которых она очень активна, можно убедиться в распаде крахмала, скорость которого зависит от температуры.

Если в пробирки с одинаковым количеством крахмального клейстера налить одинаковое количество раствора амилазы и крахмального клейстера, выдержать их при разных температурах и периодически делать пробы с йодом, то по скорости появления промежуточных продуктов с разной окраской можно судить об активности фермента и ступенчатом гидролизе крахмала.

Ход работы. Для получения фермента амилазы приготовить солодовую вытяжку, для чего поместить в колбу 10–20 г солода (солод, высушенные проросшие семена ячменя), залить его 50 мл теплой воды (35–40 0С), добавить немного глицерина для ускорения извлечения фермента, перемешать, настоять не менее получаса и профильтровать: фильтрат содержит активную амилазу. Можно использовать и свежепроросшие семена злака по той же технологии, но перед опытом определить активность вытяжки амилазы, чтобы знать – какой ее объем брать для гидролиза.

Последовательность подготовки к опыту и его проведения. Налить в пробирок, расставленных в 2 ряда в штативе, по 10 мл слабого раствора йода.

Нагреть водяную баню до температуры 45 0С, или налить в две конические колбочки на 250 мл воду в одну с температурой 45 0С, в другую холодной воды из крана или охладить до 15 0С в холодильнике. Налить в 2 чистые пробирки по 10 мл 1 % крахмального клейстера и поставить в штатив. Налить в каждую пробирку с крахмальным клейстером по 1–2 мл солодовой вытяжки и взболтать. Немедленно взять отдельными пипетками из этих пробирок по 0,25 мл жидкости и внести из каждой в разные пробирки впервой пары пробирок с раствором йода. После этого одну пробирку с крахмальным клейстером и солодовой вытяжкой поместить в колбу с температурой воды 45 0С, а другую в холодную. Через 2 минуты взять из пробирок с крахмальным клейстером по 0,25 мл жидкости и влить во вторую пару пробирок с раствором йода. Еще через 2 минуты – в третью пару и т.д., в зависимости от активности фермента интервал между взятием проб может быть изменен. Важно только, чтобы пробы из обеих пробирок брались одновременно.

Результаты записать в таблицу, указывая в соответствующей графе окраску раствора йода.

Температура Сделать выводы о промежуточных продуктах гидролиза крахмала, записать последовательность этапов образования декстринов до полного гидролиза крахмала и о влиянии температуры на активность амилазы.

Материалы и оборудование: 1 %-ный раствор крахмального клейстера, слабый раствор йода в йодистом калии, штатив с 30 пробирками, солодовая вытяжка с ферментом амилазой, 2 градуированные пипетки на 2 мл, 2 колбы на 250 мл, нагретая баня до температуры 45 0С. Чтобы приготовить крахмальный клейстер – 1 г крахмала внести в 100 мл воды и нагреть до 100 0С.

Работа 13. Определение интенсивности транспирации у растений различных экологических групп весовым способом Физиологические процессы в растениях будут нормально протекать при условии достаточного обеспечения его водой. Вода, будучи отличным растворителем и структурным компонентом клетки, участвует во многих биохимических и физиологических процессах: обеспечивает взаимодействие между молекулами веществ, является субстратом для фотосинтеза, участвует в дыхании и многочисленных гидролитических и синтетических процессах. В то же время вода обладает высокой теплоемкостью, при испарении поглощает большое количество тепла, а поэтому через транспирацию обеспечивает терморегуляцию растений, защищая его от перегрева на прямых солнечных лучах. Передвигаясь по растению, она с транспирационным током передвигает питательные вещества от корня к надземным органам.

Испарение воды растением представляет собой физический процесс, при котором вода в мезофилле листа испаряется с поверхности клеточных стенок в межклетники, а затем пар диффундирует через устьица в окружающую среду. Но в отличии от свободного испарения с водной поверхности, испарение воды растением является сложным саморегулируемым процессом, связанным с анатомическими и физиологическими особенностями растений и поэтому испарение воды растением называется транспирацией.

Количественный показатель транспирации называют интенсивностью транспирации, которая является изменчивой величиной, зависящей от различных условий как внешней, так и внутренней среды, так же физиологических особенностей и анатомо-морфологического строения растений разных экологических групп. Обычно у растений она составляет от 15 до 250 г на 1 м в час днем, а ночью от 1 до 20 г.

Измеряя интенсивность транспирации можно судить о состоянии водообеспеченности тканей листа или при тех же условиях ее интенсивности у разных растений.

Ход работы. Определение транспирации на торзионных весах проводится непосредственно возле изучаемых растений. Торзионные весы установить строго горизонтально по уровню (1) с помощью двух винтов на подставке (2) на поверхности стола или плоской доске. Перед взвешиванием проверить нулевую точку (8, 9). Для этого опускают арретир (5) в положение «открыто», и вращая рукоятку (7) стрелки, устанавливают большую стрелку весов (6) на нулевое деление шкалы и смотрят установку малой подвижной стрелки внизу диска весов (8), которая должна установиться против нулевого деления (9). Если установка весов нарушена, и подвижная стрелка не установлена на нулевом делении, то весы корректируют поворотом винта-корректора на задней стенке весов.

1 – уровень, 2 – регулировочные винты уровня, 3 – крючек коромысла, 4 – камера, 5 – рычаг вазелином и приступить к взвешиванию.

включения весов, 6 – указатель веса, 7 – рычаг указателя веса, 8 – указатель равновесия, закрыть камеру (4). Лист не должен касатьчерта указателя равновесия ся краев камеры. Опустить арретир в положение «открыто» и двигать большую стрелку весов за рукоятку по шкале влево до тех пор, пока маленькая стрелка не остановиться против нулевого деления. Произвести отсчет по шкале, которая показывает массу материала в мг. Открыть камеру и оставить лист на 2 минуты, и 5 минут в помещении для испарения с открытой камерой. Не снимая лист, закрыть камеру и сделать второе взвешивания через то же время, которое было произведено первое взвешивание. Метод дает возможность учитывать испарение у листа при степени насыщенности его водой, какая была в листе на растении до опыта.

За это время (в пределах пяти минут на открытом воздухе) происходит транспирация, при более длительном времени, потеря воды уже будет за счет подсыхания, что приведет к снижению транспирации из-за закрытия устьиц.

Для сравнения такие наблюдения провести с листьями разных растений.

Проведя взвешивание, вычислить среднюю величину испарения и рассчитать интенсивность транспирации в мг за 1 час на листовую площадь 100 см2.

Для определения площади изучаемого листа взять писчую бумагу, лучше тетрадный лист в клеточку, вырезать квадрат 25 см2 (5 5 см) и взвесить. На другой такой же лист наложить срезанный лист и обрисовать его контур карандашом. Вырезать контур листа и тоже взвесить. Зная массу квадрата (Р) известной площади (25 см2) и массу (Р1) листа неизвестной площади найти его площадь:

где: а – испарение воды листом в мг;

S – площадь листа;

t – время испарения в минутах.

Материалы и оборудование: торзионные весы, ножницы, вазелин, стеклянная палочка, писчая бумага или тетрадный лист в клеточку, карандаш, калькулятор, линейка.

Работа 14. Определение интенсивности транспирации и относительной транспирации в разных условиях весовым методом Транспирация как физиологический процесс зависит от целого ряда как внутренних, так и внешних факторов. Внешними факторами, усиливающими транспирацию, являются свет, температура, ветер, а снижающими – повышение влажности воздуха, недостаток влаги в почве и в тканях листа.

Важнейшим свойством растения является его способность регулировать, в зависимости от условий, интенсивность транспирации. Транспирация через открытые устьица идет намного интенсивнее, чем испарение с водной поверхности той же площади, а при закрытых устьицах она может вообще отсутствовать. Показателем способности растений регулировать транспирацию служит величина относительной транспирации, которая определяется отношением интенсивности транспирации к интенсивности испарении воды со свободной водной поверхности. Испарение воды из ряда мелких отверстий, расположенных на небольшом расстоянии друг от друга, идет интенсивнее, чем с большего отверстия той же площади. Здесь действует закон Штефана о том, что испарение зависит не от площади отверстия, а от его диаметра. Несколько отверстий с малым диаметром имеют значительно большее диффузионное поле, чем одно крупное, т.к. общая длина окружностей малых отверстий значительно больше, чем длина окружности одного крупного отверстия, здесь действует так называемый краевой эффект.

С другой стороны транспирация может регулироваться изменением степени открытости устьиц, а значит и интенсивностью испарения через них влаги.

Относительная транспирация обычно составляет, в зависимости от условий, от 0,5 до 0,8. Если учесть, что на 100 см2 листа устьица составляют 1 % испаряемой поверхности, то интенсивность транспирации меньше не в сто раз, а всего на 50–20 % ниже от испарения со сводной поверхности.

Ход работы. Определение проводят обычно в лабораторных условиях с побегами или листьями герани. Срезается взрослый лист с длинным черешком, который подрезается на 1 см под водой, чтобы в сосуды не попали пузырьки воздуха и помещают в пробирки, заполненные отстоявшейся или кипяченной водой. Пробирка и лист должны быть сухими.

Поверхность воды в пробирке после опускания черешка заливается 1–2 каплями растительного масла, чтобы устранить испарение со свободной поверхности воды. Пробирка подвешивается с помощью проволочного крючка к подвеске коромысла весов и взвешивается с точностью до 0,01 г.

Пробирки с листом после взвешивания поставить в различные условия:

интенсивное освещение, увлажненный воздух (стеклянный колокол, насыщенный парами воды от влажной ткани), под струю работающего вентилятора, в темную камеру и контроль (комнатные условия). Через 30 минут взвесить повторно. Разница в весе показывает количество испарившейся воды с листовой поверхности за данный промежуток времени.

Площадь листа определяют весовым методом, который основан на прямой пропорциональности между весом и площадью бумаги (при условии ее равной плотности). Для этого из тонкой бумаги (лучше тетрадный лист в клетку) вырезается квадрат площадью 100 см2 (10 10 см) и взвешивается. На такой же лист затем накладывается изучаемый лист герани, карандашом обводится его контур и вырезается. Этот контур также взвешивается. Из полученных данных составляется пропорция и находится неизвестное, т.е. площадь листа.

Зная площадь квадрата (P) известной его площади S (100 см2) и массу вырезки листа (P1) неизвестной площади (S1) находят эту площадь по формуле:

Для определения интенсивности транспирации пересчитывают количество транспирированной воды на единицу листовой поверхности (1 м2) по формуле:

где: n – количество испаренной воды в граммах;

S – площадь листа;

t – продолжительность опыта в минутах;

60 – коэффициент перевода минут в часы;

10000 – коэффициент перевода см2 в м2.

Наряду с определением транспирации, в тех же условиях определяют испарение со свободной водной поверхности (ИС). Для этого в чашки Петри наливают воду и также определяют потерю в весе за то же время. Измерив диаметр чашки, вычисляют ее площадь и затем испарение воды с 1 м за 1 час по выше показанной формуле. Площадь чашки Петри вычислить по формуле S= R Относительная транспирация (ОТ) определяется отношением транспирации к испарению воды со свободной поверхности:

Сопоставляют относительную транспирацию в различных условиях.

При оформлении работы ведут запись взвешивания и расчетов и результаты заносятся в таблицу.

Условия среды пробиркой 1. контроль 2. свет 3. ветер 4. влажная атмсфеера Записать выводы, сделав анализ зависимости интенсивности транспирации и относительной транспирации в различных условия, дать объяснение. причинам их изменения.

Материал и оборудование: технические лабораторные весы, разновесы, пробирки с приделанными из проволоки крючком, герань с хорошо развитыми листьями, ножницы, кристаллизатор с водой, растительное масло, пипетка, чашки Петри, стеклянный колокол установленный на стекле с влажной тканью для увлажнения воздуха, настольная лампа с лампой накаливания 100 w или люминесцентной с белым светом, вентилятор, латер для регуляции напряжения, ножницы, писчая бумага или тетрадный лист в клеточку, линейка, карандаш, калькулятор.

Работа 15. Определение состояния отомкнутости устьиц разных сторон листа хлоркобальтовым методом Степень открытия устьиц определяет не только интенсивность транспирации, но и затрагивает такие важнейшие процессы как фотосинтез и дыхание, у которых газообмен идет через те же органы – устьица. Поэтому важно знать степень открытия устьиц. Простейшим методом определения отомкнутости устьиц служит хлоркобальтовый способ.

Ход работы. Просушить над электрической плиткой диски хлоркобальтовой бумаги по размеру листа до появления ярко-голубого цвета и немедленно приложить его к двум сторонам листа (или непосредственно на растении). Хлоркобальтовые бумажки следует держать пинцетом, не дотрагиваясь до них пальцами, от которых могут остаться розовые пятна.

Чтобы устранить действие атмосферной влаги, осторожно зажать лист вместе с наложенной на него бумагой между двумя стеклянными пластинками и скрепить их резиновыми кольцами.

Наблюдать за изменением окраски хлоркобальтовой бумаги и записать результат.

Сделать срезы верхнего и нижнего эпидермиса исследованного листа (или другого листа этого же растения), рассмотреть их в микроскоп, посчитать в поле зрения количество устьиц на каждой из сторон. Сделать выводы о причинах различной интенсивности транспирации верхней и нижней сторон листа данного растения и соотношения между устьичной и кутикулярной транспирациями.

Материалы и оборудование: свежие листья гортензии или традесканции и др., бумажные хлоркобальтовые квадраты или диски диаметром 5 см, квадратные стекла 5 5 см, часы, микроскоп, стекла предметные и покровные, пинцет, капельница с водой, лезвие безопасной бритвы, препаровальные иглы, колечки из резинки для скрепления стекол на листе, электроплита, предметные и покровные стекла.

Приготовление хлоркобальтовой бумаги. Фильтровальную бумагну или обеззоленные тонкие фильтры намачивают в кювете с раствором хлористого кобальта (в 100 мл воды растворяют 5 г СоСl2) в течение минуты и высушивают до появления голубого цвета. Разрезать бумажки на квадраты или диски D 5 см и хранить в эксикаторе над хлористым кальцием. Перед применением в опыте хлоркобальтовые бумажки подержать над разогретой электроплитой до появления ярко-голубого цвета.

Работа 16. Наблюдение за устьичными движениями под микроскопом Газообмен между межклетниками листа и наружной атмосферой регулируется устьицами. Каждое устьице состоит из двух замыкающих клеток, у которых стенки, примыкающие к устьичной щели, сильно утолщены, тогда как наружные части оболочки остаются тонкими. Неодинаковая толщина наружных и внутренних стенок замыкающих клеток приводит к тому, что при изменении тургора замыкающие клетки способны искривляться или распрямляться, открывая или закрывая при этом устьичную щель. В основе механизма устьичных движений лежат осмотические явления. При насыщении водой замыкающих клеток устьиц они растягиваются, утолщенная часть не растягивается, а еще больше искривляется во внутрь, устьица открываются, при потере воды тургор падает, замыкающие клетки выпрямляются и устьичные щели закрываются. Поэтому степень открытия устьиц может служить критерием содержания воды в листе и определить срок полива растений.

Ход работы. Перед опытом растения надо хорошо полить и выдержать на ярком свету в течении 1,5–2-х часов, чтобы открылись устьица. Приготовить срез эпидермиса листа какого-либо растения, поместить на предметное стекло и посмотреть под микроскопом степень открытия устьиц, затем поместить срез в каплю 5 %-ного раствора глицерина на предметное стекло, закрыть покровным стеклом и сразу начать наблюдение под микроскопом. Наблюдают явление плазмолиза как в замыкающих клетках, так и в остальных клетках эпидермиса. Устьичные щели при этом закрываются.

Через некоторое время (минут через 15), вследствие того, что глицерин начинает проникать через цитоплазму в клеточный сок, наступает деплазмолиз и устьица открываются.

Заменить глицерин водой, для чего нанести рядом с покровным стеклом каплю воды, а с другой стороны оттянуть глицерин фильтровальной бумагой. При этом устьица откроются шире, чем это было в начале опыта, так как вследствие проникновения глицерина в клеточный сок осмотическое давление в замыкающих клетках повысилось.

Зарисовать устьица в открытом и закрытом состоянии. В выводах объяснить причины устьичных движений.

Материалы и оборудование: подготовленные для опыта растения традесканции и амариллиса, 5 %-ный раствор глицерина, лезвие безопасной бритвы, пинцет, препаровальные иглы, стеклянная палочка, микроскоп, предметные и покровные стекла, стаканчик с водой, полоски фильтровальной бумаги.

Работа 17. Определение водного дефицита растений Недостаток влаги в почве, доступной для растения, нарушает водный баланс, при котором корни не успевают в полном объеме обеспечить процесс транспирации и наступает водный дефицит. Недостаток влаги в тканях листа изменяет состояние биоколоидов клетки, что приводит к повреждению структуры протопласта, нарушает деятельность всех ферментов, что несомненно приводит к нарушению обмена веществ в растении, снижается фотосинтез и усиливается дыхание, с нарушением сопряженности окисления и фосфорилирования, снижая эффективность дыхания. В качестве показателя напряженности водного обмена растений используют показатель водного дефицита. Под водным дефицитом понимают разницу между содержанием воды в тканях листа в момент наблюдения и после полного насыщения клеток водой. В природных условиях полного насыщения листьев практически не наблюдается, и в большинстве случаев водный дефицит составляет от 5 до 15 % при достаточном содержании воды в почве, и до 30–35 % при некотором ее недостатке. Первый уровень считается нормальным состоянием, а второй – уже глубоким дефицитом. Показатель хорошо коррелирует с водообеспеченностью растений водой.

Ход работы. Срезать на каждом растении по 1–2 листа и сразу без черешков взвесить, с точностью до 0.01 г и поместить в кристаллизатор с водой на 30–60 минут для насыщения водой. После этого просушить листья между двумя листами сухой фильтровальной бумаги до удаления видимой влаги и взвесить. Разница веса листьев между весом после насыщения и до, выраженная в процентах, будет показателем водного дефицита.

Сравнение степени водного дефицита растений разных экологических групп, или с различными анатомо-морфологическими приспособлениями к снижению транспирации, может служить в какой-то степени показателем их устойчивости к временному дефициту влаги в почве. Результаты записать в таблице.

Увлажненная Почва с недостатком Сделать выводы о степени водного дефицита и объяснить его различие у разных растений.

Материал и оборудование: растения герани, колеуса, гибискуса китайского, из которых одно растение хорошо полито, другое выдержанное в течение 4–5 дней без полива, уравновешенные лабораторные весы, разновесы, кристаллизатор с водой, пинцеты, фильтровальная бумага, ножницы.

Тема: ВОЗДУШНОЕ ПИТАНИЕ РАСТЕНИЙ Работа 18. Химические свойства пигментов зеленого листа Фотосинтез мог возникнуть только при условии образования пигментов, способных усваивать световую энергию, преобразовывать ее в энергию возбужденных электронов и передавать на химические реакции с запасанием в образуемом органическом веществе. От качественного и количественного состава пигментов листа, их свойств – как химических, так и физических, зависит интенсивность фотосинтеза и продуктивность растений.

В хлоропластах зеленого листа включается два типа пигментов – зеленые: хлорофиллы а и в; и желтые: каротины и ксантофиллы. Основной функционирующий пигмент, осуществляющий не только усвоение энергии, но и осуществляющий процесс фотосинтетического фосфорилирования является хлорофилл а, остальные пигменты лишь передают поглощенную энергию на хлорофилл а, и поэтому являются вспомогательными, входящими в состав антенных, или светособирающих, комплексов.

По химической природе хлорофиллы являются эфирами дикарбоновой кислоты хлорофиллина и двух спиртов – метанола и одноатомного непредельного спирта фитола, и относятся к липоидным пигментам, как каротины и ксантофиллы, каротиноиды – непредельные углеводороды, ксантофиллы – кислородсодержащие производные каротиноидов.

Ход работы. Налить спиртовую вытяжку по 2–3 мл в четыре пробирки и проделать следующие опыты.

а) Разделение пигментов по Краусу (растворимость пигментов в органических растворителях).

Добавить к спиртовой вытяжке пигментов несколько больший объем бензина и 2–3 капли воды (чтобы спирт смешивался с бензином). Закрыть пробирку пробкой или большим пальцем, несколько раз сильно встряхнуть, поставить в штатив и дать отстоятся. Если разделение пигментов будет недостаточно четким (оба слоя окрашены в зеленый цвет), то необходимо прилить еще бензина и продолжить взбалтывание. Если нижний раствор мутного цвета (от избытка воды), следует добавить немного спирта и слегка встряхнуть. Отметить окраску нижнего спиртового слоя и верхнего бензинового, зарисовать и указать распределение пигментов.

Сделать выводы о различной степени растворимости пигментов в спирте и бензине. В верхнем бензиновом слое зеленого цвета содержатся хлорофилл а и в. Нижний слой, спирт, имеет золотисто-желтую окраску.

Это ксантофилл, будучи двухосновным спиртом, он почти нерастворим в бензине, остается в спирте. В отношении каротина правильный вывод можно будет сделать, сравнив результаты данного и следующего опытов.

б) Реакция омыления хлорофилла щелочью.

К 2–3 мл спиртовой вытяжки пигментов в пробирке добавить 4–5 капель 20 %-ного раствора щелочи (NaOH), закрыть резиновой пробкой и тщательно взболтать, для протекания реакции омыления. Затем прилить в пробирку равный объем бензина, опять сильно встряхнуть и дать отстояться. Отметить окраску спиртового и бензинового слоев, зарисовать. Указать распределение пигментов.

Записать реакцию омыления хлорофилла, в результате которой происходит отщепление спиртов метилового и фитола, а двухосновная кислота хлорофиллина образует натриевую соль.

Соли хлорофиллиновой кислоты имеют зеленую окраску, но отличаются от хлорофилла тем, что соли гидрофильны и нерастворимы в бензине, переходят в спирт, как и спирты фитол и метанол. Бензин (верхний слой) приобретает оранжево-желтую окраску, характерную для каротина, который более растворим в бензине.

По окончании опыта зарисовать окраску слоев, указав распределение в них пигментов.

в) Получение феофитина и восстановление металлорганической связи.

Хлорофилл относится к магний-порфиринам. Но атом магния сравнительно слабо удерживается в порфириновом ядре хлорофилла и под действием кислот легко замещается двумя протонами водорода, что приводит к потере зеленой окраски и образованию феофитина – вещества бурого цвета.

Взять 4 пробирки со спиртовой вытяжкой пигментов и добавить в три пробирки по 2–3 капли 10 % соляной кислоты и встряхнуть. Получается буровато-оливковое вещество – феофитин – продукт замещения магния в молекуле хлорофилла двумя атомами водорода. Замещение протоном Mg устраняет металлорганическую связь в молекуле хлорофилла, которая и определяет зеленую окраску.

Обратное введение магния и восстановление зеленой окраски сильно затруднено. Но металлорганическая связь, хотя и с некоторым трудом, требующим дополнительной энергии, может быть восстановлена если добавить к феофитину соли слабых кислот цинка или меди.

Для этого в третью пробирку с феофитином внести на кончике скальпеля несколько кристаллов уксуснокислого цинка, а в четвертую – уксуснокислой меди и довести на спиртовке до кипения. Если при этом окраска не изменится добавить еще немного уксуснокислого цинка или меди и продолжить нагревание. Отметить изменение окраски благодаря восстановлению металлоорганической связи (атомы цинка и меди становятся на то место, где раньше был магний), восстанавливается зеленая окраска, причем медь придает голубоватый оттенок, в отличии от цинка.

Следовательно, цвет хлорофиллов обусловлен металлорганической связью в их молекулах.

Написать уравнение этой реакции, зарисовать окраску феофитина и хлорофиллпроизводных цинка и меди.

Материалы и оборудование: спиртовая вытяжка хлорофилла, этиловый 96 % спирт, бензин, 20 %-ный раствор NaОН, 10 %-ная НCl, уксуснокислый цинк, уксуснокислая медь, штатив с 6-ю пробирками, пробиркодержатели, спиртовка, спички, цветные карандаши, фильтровальная бумага.

Получение спиртовой вытяжки. Свежие листья гибискуса китайского или аспидистры, или других растений измельчить, поместить в ступку, добавить на кончике скальпеля СаСО3 (для нейтрализации кислот клеточного сока) и немного чистого кварцевого песка. Тщательно растереть, приливая понемногу этилового спирта, смазать носик ступки с наружной стороны вазелином и слить полученный темно-зеленый раствор по стеклянной палочке в воронку с бумажным фильтром и отфильтровать. Хлорофилл может быть извлечен и другим полярными растворителем – ацетоном, неполярные растворители петролейный эфир, гексан, бензин, не нарушающие связи пигментов с белками, не могут извлекать хлорофилл из листьев, хотя и более растворим в них, чем в этиловом спирте.

Работа 19. Оптические свойства хлорофилла и желтых пигментов Пигменты растений поглощают видимую часть спектра, лежащую в пределах 380–720 нм, получившей название фотоактивной радиации, или ФАР. Пигменты поглощают видимую часть спектра не полностью, а избирательно, т.е. приспособившись к поглощению самых эффективных участков спектра для фотосинтеза. Каждый пигмент имеет свой характерный спектр поглощения. Для хлорофилла а и б спектр поглощения имеет два ярко выраженных максимума в красных лучах 660 и 640 нм, и синефиолетовых – 430 и 450 нм. Каротин и ксантофилл поглощают только в сине-фиолетовой части спектра. Надо помнить, что максимумы поглощения спектра зависят от природы растворителя и взаимодействия молекул хлорофилла друг с другом и другими компонентами мембран – липидами и белками. Так у молекулы хлорофилла, находящейся в хлоропластах, красный максимум поглощения сдвинут в более длинноволновую область (нм) по сравнению хлорофилла в этиловом спирте (660–663 нм). Для установления спектра поглощения используют спектроскоп. По положению темных полос в спектре определяют, какие лучи поглощаются исследуемым пигментом. Ширина спектра поглощения также зависит от концентрации пигмента или толщины слоя хлорофилла в кювете.

Ход работы. Налить исследуемый раствор пигментов в пробирку и закрепить пробирку в лапке штатива или удерживая рукой перед щелью спектроскопа. Изучить спектры поглощения растворов хлорофилла, каротина, ксантофилла. Растворы каротина и ксантофилла получить из спиртовой вытяжки хлорофилла методом реакции Крауса и обратной Краусу (омыление хлорофилла).

Зарисовать спектры, причем поглощенные участки закрасить черным, а видимые участки цветными карандашами.

Раствор пигмента Хлорофилл Каротин Ксантофилл Окраска хлорофилла в проходящем свете. Налить на 1/3–1/2 в мерный цилиндр на 50 мл спиртовую вытяжку и рассмотреть против света проходящие лучи. При таком освещении спиртовая вытяжка имеет изумрудно-зеленый цвет, т.к. хлорофилл не поглощает зеленые лучи спектра, которые придают хлорофиллу зеленый цвет. Остальные не поглощаемые лучи оранжевые, желтые, голубые перекрываются зеленым цветом. Поэтому и лист зеленого цвета.

Окраска концентрированного хлорофилла или в толстом слое в проходящем свете. Окраска концентрированного или в толстом слое раствора хлорофилла спиртовой вытяжки в проходящем свете имеет гранатово-красный цвет, обусловленный поглощением всех лучей спектра, кроме крайних красных с длиной волны более 700 н, энергия кванта которых недостаточна для фотохимических реакций. Они близки к инфракрасным тепловым лучам и их поглощение вызывало бы перегрев листьев. Для выполнения этой работы тот же цилиндр со спиртовой вытяжкой хлорофилла поместить основанием над источником света, закрыв стенки цилиндра темной бумагой или обжать кистями рук и рассмотреть в проходящем свете. Спиртовая вытяжка в этом случае будет иметь гранатово-красный цвет (цвет гранатового сока).

Флюоресценция хлорофилла. Цвет флюоресценсии хлорофилла рассматривается в отраженном свете. Суть флюоресценсии в том, что происходит испускание света возбужденной молекулой хлорофилла. Поглощение кванта света сопровождается переходом одного из -электронов на более высокий энергетический уровень. В результате возникает синглентное электронно-возбужденное состояние молекулы хлорофилла. При этом в зависимости от поглощенной линии спектра красных или синефиолетовых лучей имеющих различную энергию кванта электрон выходит на разные синглентные уровни. При поглощении красных лучей он выходит на первый синглентный уровень (S1). При поглощении синего света с более высокой энергией кванта, электрон выходит на второй, более высокий синглентный уровен (S2). Возврат электрона на прежний основной уровень (So), в какое возбужденное состояние молекула хлорофилла была переведена поглощенным квантом, она в конечном итоге переходит на низший колебательный уровень первого синглентного состояния (S1), энергия которого в тилакоидах хлоропластов используется на фотохимические реакции. В спиртовой вытяжке электрон возвращается в исходное положение (S0), излучив энергию в виде флюоресценсии. Так как это происходит с уровня красных лучей, то независимо от длины волны света, возбуждающего хлорофилл, флюоресценсия хлорофилла всегда будет в красной части спектра. Флюоресцирует только хлорофиллы а и b, каротиноиды такой способностью не обладают.

Для выполнения работы определения флюоресценсии хлорофилла взять тот же цилиндр со спиртовой вытяжкой хлорофилла и поместить на темном фоне возле источника света и рассмотреть со стороны отраженного света. Вытяжка хлорофилла будет темно-красного цвета (цвет не чисто красный, а с бурым оттенком, кирпично-красный). Это указывает, что хлорофилл обладает способностью флюоресцировать. Хлорофилл всегда флюоресцирует только красным светом. Благодаря способности хлорофилла к флюоресценсии он способен усваивать и преобразовывать энергию света в процессе фотосинтеза.

Материалы и оборудование: спиртовая вытяжка хлорофилла, растворы каротина и ксантофилла, полученные при разделении пигментов; спектроскоп, темная бумага, источник света (настольная лампа), штатив с зажимом, штатив для пробирок, лист черной бумаги, цветные карандаши.

Работа 20. Фотосенсибилизирующее действие хлорофилла Сущность световой фазы фотосинтеза заключается в окислении воды до молекулярного кислорода с помощью световой энергии, поглощенной хлорофиллом. Освобождающиеся при этом электроны передаются через цепь промежуточных переносчиков к НАДФ, который восстанавливается до НАДФН2. Кроме того, при переносе электронов часть энергии расходуется на образование АТФ, т.е. на фотосинтетическое фосфорилирование.

В переносе электронов воды к НАДФ участвуют последовательно две пигментные системы, которые содержат различные формы хлорофилла, и отличающиеся максимумами поглощения в длинноволновой части спектра.

Конечный результат фотоокисления воды – выделение молекулярного кислорода и образование богатых энергией и восстановительной силой соединений – АТФ и НАДФН2 необходимых для последующего восстановления углекислого газа. В этом процессе хлорофилл является фотосенсибилизатором, усваивающим световую энергию и направляющим ее на фотохимические реакции, с переносом электронов и протонов.

Фотосенсибилизирующая роль хлорофилла может быть продемонстрирована в модельных реакциях, предложенных М.М. Красновским, с выделенным из растений пигментом, в которых смоделированы донорно акцепторные отношения и окислительно-восстановительные реакции процесса фотосинтеза с участием хлорофилла, при котором происходит окисление воды, как донора протона водорода и восстановление углекислого газа протоном, как его акцептора. Для этого в качестве источника (донора) водорода и электрона берут аскорбиновую кислоту, а акцептора водорода и электрона – метиловый красный, который, в присутствии хлорофилла присоединяет водород, восстанавливается в неокрашенное лейкосоединение. Аскорбиновая кислота окисляется в дегидроаскорбиновую кислоту.

где: АКН2 – аскорбиновая кислота;

ДГАК – дегидроаскорбиновая кислота;

М К – метиловый красный;

МКН2 – лейкоформа метилового красного.

Эту реакцию легко наблюдать, поскольку она связана с обесцвечиванием метилового красного, окраска же хлорофилла остается без изменения. Описание реакции можно изобразить схематично.

Ход работы. Взять 4 пробирки: в первые три внести по 2 мл вытяжки хлорофилла, а в четвертую – 2 мл спирта. Во вторую, третью, четвертую пробирки добавить кристаллическую аскорбиновую кислоту до насыщения. Нерастворенная аскорбиновая кислота оседает на дно. В каждую пробирку внести по каплям насыщенного раствора метилового красного до появления красно-бурой окраски. 1, 2 и 4-ую пробирку выставить в штативе на свет, освещая электрической лампой 100 Вт, а 3-ю в темноту. Через 10–15 минут отметить изменение окраски.

Вследствие восстановления, метиловый красный постепенно обесцвечивается и вновь появляется зеленая окраска хлорофилла. В первой пробирке в результате восстановления метиловый красный обесцвечивается и раствор приобретает зеленую окраску. В остальных пробирках окраска не изменяется, так как без света, аскорбиновой кислоты или хлорофилла метиловый красный не восстанавливается.

Хл+МК+свет Хл+МК+АК+свет Хл+МК+АК+темнота Сп+МК+АК+свет Результат В конце опыта зарисовать пробирки с изменившейся окраской в одном из вариантов, указав состав раствора и условия освещения (или записать результат в таблицу), сделать вывод об условиях фотосенсибилизирующей активности хлорофилла.

Материалы и оборудование: вытяжка хлорофилла, кристаллическая аскорбиновая кислота, метиловый красный (насыщенный раствор), спирт 96 %, настольная лампа с лампочкой 100 ват, пробирки, штатив для пробирок, пипетки на 2 мл, или мерный цилиндр на 10 мл, шпатель.

Работа 21. Влияние внешних условий на интенсивность фотосинтеза Фотосинтез как физиологический процесс связан не только с внутренними условиями – его интенсивность изменяется при изменении внешних факторов: освещенности, температуры, содержания углекислого газа, минерального питания и др.

Для демонстрации интенсивности фотосинтеза можно использовать водные растения (элодея, роголистник), используя метод счета пузырьков выделяемого кислорода.

На свету в листьях происходит процесс фотосинтеза, продуктом которого является и кислород, накапливающийся в межклетниках и сосудах.

При срезании стебля избыток газа выделяется через срез в виде тока пузырьков, быстрота выделения которых зависит от интенсивности фотосинтеза. Хотя этот метод не дает количественного определения продуктивности фотосинтеза, но он довольно наглядно показывает изменение интенсивности фотосинтеза в зависимости от влияния внешних факторов.

Ход работы. Поместить веточку элодеи или роголистника с неповрежденной точкой роста в кювету с водой и под водой обновить срез бритвой, сделав косой срез. Затем поместить ее в пробирку с водой, предварительно обогащенной углекислым газом, растворив небольшое количество соды NaHCO3 (на кончике шпателя), вниз точкой роста, оставив расстояние 1– см от среза до поверхности воды для счета выделяющихся со среза пузырьков. Пробирку поставить в штативе вблизи источника света и дождаться равномерного выделения пузырьков за определенное время. Такую веточку можно использовать для опыта. Если пузырьки крупные и задерживаются на срезе, то нужно слегка придавить кончик среза пинцетом или обновить срез под водой. Во всех вариантах опыта время должно быть одинаковым.

Университетскому образованию в качестве учебного пособия для студентов высших учебных заведений, обучающихся по направлению и специальности Психология Москва 2005 УДК 612.82(075.8) ББК 28.706я73 В 75 Рецензенты: доктор биологических наук, профессор каф. психофизиологии и психопатологии Ростовского государственного университета В. Н. Кирой кандидат...»

«МИНИСТЕРСТВО СЕЛЬСКОГО ХОЗЯЙСТВА РОССИЙСКОЙ ФЕДЕРАЦИИ ФЕДЕРАЛЬНОЕ ГОСУДАРСТВЕННОЕ ОБРАЗОВАТЕЛЬНОЕ УЧРЕЖДЕНИЕ ВЫСШЕГО ПРОФЕССИОНАЛЬНОГО ОБРАЗОВАНИЯ АЛТАЙСКИЙ ГОСУДАРСТВЕННЫЙ АГРАРНЫЙ УНИВЕРСИТЕТ С.В. Федотов, В.П. Федотов ПРОФИЛАКТИКА БОЛЕЗНЕЙ И БИОТЕХНИКА РЕПРОДУКЦИИ КУР В ФЕРМЕРСКИХ ХОЗЯЙСТВАХ Учебное пособие Барнаул Издательство АГАУ 2007 УДК 619:636.5/.6.618.11 Федотов С.В. Профилактика заболеваний и биотехника репродукции кур в фермерских хозяйствах: учебное пособие / С.В. Федотов, В.П....»

« В.В. Трансфузионная терапия при острой массивной кровопотере методические рекомендации АЛМАТЫ 2008 УДК 615.38.03:617-005.1(035) ББК 54.5 Рецензенты: Джумабеков А.Т. – заведующий кафедрой хирургии АГИУВ, доктор медицинских наук. Джолдыбеков Т.С. – доцент кафедры общей хирургии, анестезиологии и реаниматологии КазНМУ, кандидат медицинских...»

«МИНИСТЕРСТВО ЗДРАВООХРАНЕНИЯ И СОЦИАЛЬНОГО РАЗВИТИЯ РОССИЙСКОЙ ФЕДЕРАЦИИ ГОСУДАРСТВЕННОЕ ОБРАЗОВАТЕЛЬНОЕ УЧРЕЖДЕНИЕ ВЫСШЕГО ПРОФЕССИОНАЛЬНОГО ОБРАЗОВАНИЯ РОССИЙСКИЙ ГОСУДАРСТВЕННЫЙ МЕДИЦИНСКИЙ УНИВЕРСИТЕТ ПРИМЕНЕНИЕ ВЫСОКОКОНЦЕНТРИРОВАННЫХ РАСТВОРОВ АЛЬБУМИНА В ТЕРАПИИ У ДЕТЕЙ Учебно методическое пособие Рекомендовано к изданию ЦКМС ГОУ ВПО РГМУ МЗ РФ Москва 2005 Рецензенты: Заведующий кафедрой детской анестезиологии и токсикологии РМАПО доктор медицинских наук профессор И.Ф. Острейков;...»

«Учреждение образования Гродненский государственный медицинский университет Кафедра патологической физиологии ПАТОФИЗИОЛОГИЯ СИСТЕМЫ КРОВИ И ГЕМОСТАЗА Учебно-методическое пособие для студентов лечебного, педиатрического, медикопсихологического и медико-диагностического факультетов Гродно ГрГМУ 2010 УДК 616.15-092(075.8) ББК 52.527я73 П20 Рекомендовано Центральным научно-методическим советом УО ГрГМУ (протокол № 5 от 22.06.2009 г.). Авторы: зав. каф. патологической физиологии, доц., д-р мед. наук...»

«Общая и профессиональная педагогика: Учебное пособие для студентов, обучающихся по специальности Профессиональное обучение: В 2-х книгах / Под ред. В.Д. Симоненко, М.В. Ретивых. - Брянск: Изд-во Брянского государственного университета, 2003. - Кн.1 - 174 с. Оглавление Глава 1. Введение в профессионально-педагогическую специальность § 1. Общая характеристика профессионально-педагогической специальности Сущность и особенности профессии Профессионально-педагогическая специальность Требования к...»

«Министерство транспорта России Морской государственный университет им. адм. Г.И. Невельского кафедра психофизиологии и психологии труда в особых условиях ПРОГРАММА И МЕТОДИЧЕСКИЕ УКАЗАНИЯ К ИЗУЧЕНИЮ КУРСА ПСИХОЛОГИЯ И ПЕДАГОГИКА для морских специальностей Составила А.Д. Чернобай Владивосток 2004 Введение Программа разработана для тех, в чью профессиональную деятельность психология и педагогика войдет, как одна из общеобразовательных дисциплин, которая будет способствовать: повышению общей и...»

«В. Я. ЗОБЕНКО, Г. А. ПЛУТАХИН ТЕЗИСЫ ЛЕКЦИЙ ПО БИОЛОГИЧЕСКОЙ ФИЗИКЕ УЧЕБНОЕ ПОСОБИЕ Краснодар 2013 ББК 22.3 УДК 53-577.3(075.8) Авторы: ст. преподаватель кафедры медицинской и биологической физики Кубанской государственной медицинской академии, к.т.н. ЗОБЕНКО В.Я.; доцент кафедры биотехнологии, биохимии и биофизики Кубанского государственного аграрного университета, к.б.н. ПЛУТАХИН Г.А. Рецензенты: доцент кафедры современных технологий обучения Кубанского государственного университета Суятин...»

«Донецкий национальный медицинский университет им. М.Горького Кафедра медицинской химии МЕТОДИЧЕСКИЕ УКАЗАНИЯ к практическим занятиям по медицинской химии для студентов первого курса международного медицинского факультета. Донецк - 2011 1 Методические указания подготовили: зав. кафедрой, доцент Рождественский Е.Ю. доцент Сидун М.С., ст. преподаватель Павленко В.И., ассистенты кафедры Игнатьева В.В., Бойцова В.Е., Бусурина З.А., Стрелецкая Л.П., Сидоренко Л.М. Методические указания утверждены на...»

«Министерство образования и науки РФ Государственное образовательное учреждение Высшего профессионального образования Российский государственный торгово-экономический университет Омский институт (филиал) ГОНЧАРОВА О.В. ЕФИМОВА С.В. ТЕРМИНОЛОГИЯ СОВРЕМЕННОГО ЕСТЕЗВОЗНАНИЯ ОТ А ДО Я Учебное пособие ОМСК 2011 УДК 50 ББК 20 Т 35 Рецензенты: Сидоров Г. Н., д.б.н., профессор кафедры Зоология и физиология Омского государственного педагогического университета Тюменцева Е.Ю., к.п.н., доцент, заведующая...»

«Воронин Е.С., Сидоров М.А., Девришов Д.А., Федоров Ю.Н., Есепенок В.А., Юров К. П. ИНФЕКЦИОННЫЕ БОЛЕЗНИ Ж И В О Т Н Ы Х РАННЕГО ПОСТНАТАЛЬНОГО ПЕРИОДА Учебное пособие Допущено Учебно-методическим объединением высших учебных заведений РФ по образованию в области зоотехнии и ветеринарии для студентов высших учебных заведений в качестве учебного пособия по специальности - 65:111201- Ветеринария Москва 2008 Инфекционные болезни животных раннего постнатального п е р и о д а / Воронин Е.С., Девришов...»

«Коган А. Б. Экологическая физиология человека К 57 УДК 612.014.4/5 (075) Печатается по решению редакционной комиссии по биологическим наукам редакционно-издательского совета Ростовского государственного университета Рецензенты: Доктор биологических наук И. М. Родионов (МГУ); кафедра физиологии человека и животных Кубанского государственного университета Редакторы З. Р. Кончанина, Л. А. Гайдаш Коган А. Б. К 57 Экологическая физиология человека. – Ростов-на-Дону: Издательство Ростовского...»

«ФЕДЕРАЛЬНОЕ АГ ЕНТС ТВО П О ОБРА 3ОВАНИЮ ГОСУДА РСТВ ЕНН ОЕ ОБ РА3ОВА ТЕЛЬ НОЕ УЧРЕЖДЕНИ Е ВЫСШЕГО П РОФЕССИ ОНАЛЬН ОГО ОБРА3ОВАНИЯ САНКТ-П ЕТЕРБУРГС КИЙ ГОСУ ДА РСТВЕННЫЙ УНИВЕРСИ ТЕТ ЭКОНОМИКИ И ФИНАНСОВ В.И. ГРИГОРЬЕВ, Д.Н. ДАВИДЕНКО, С.В. МАЛИНИНА ФИТНЕС-КУЛЬТУРА СТУДЕНТОВ: ТЕОРИЯ И ПРАКТИКА Рекомен дован о Учебн о-ме тодичес ким объе динением высших у чебных заведен ий Россий ской Фе дерации по образован ию в области физичес кой культуры в ка честве уче бного пособия для образова тельных...»

«МИНИСТЕРСТВО ОБРАЗОВАНИЯ И НАУКИ РОССИЙСКОЙ ФЕДЕРАЦИИ (МИНОБРНАУКИ РОССИИ) Руководителям органов Департамент воспитания и социализации детей исполнительной власти субъектов Российской Федерации, Люсиновекая ул., д.51, Москва, 117997. осуществляющих управление Тел./факс 237-90-72. в сфере образования E-mail: [email protected] О формировании культуры здорового питания обучающихся, воспитанников Одной из важнейших задач совершенствования организации школьного питания является формирование у детей...»

«Министерство Здравоохранения Российской федерации Иркутский государственный медицинский университет Кафедра патологической физиологии с курсом клинической иммунологии и аллергологии Физиология и патология неспецифических факторов резистентности организма Иркутск, 2003 1 Одобрено и утверждено центральным координационно-методическим Советом Иркутского государственного медицинского университета 2003 г. Учебно-методическое пособие составлено: и. о. доцента курса клинической иммунологии с...»

«Донецкий национальный медицинский университет им. М.Горького Кафедра химии МЕТОДИЧЕСКИЕ УКАЗАНИЯ к практическим занятиям по медицинской химии для студентов первого курса международного медицинского факультета. Донецк - 2011 1 Методические указания подготовили: зав. кафедрой, доцент Рождественский Е.Ю. доцент Сидун М.С., ст. преподаватель Павленко В.И., ассистенты кафедры Игнатьева В.В., Бойцова В.Е., Бусурина З.А., Стрелецкая Л.П., Сидоренко Л.М. Методические указания утверждены на заседании...»

«В.П. Сухоруков Применение компонентов крови. Вопросы и ответы г. Киров УДК 616.38(07) ББК 53.5, 51.1(2)2 С 91 Печатается по решению Центрального методического совета и редакционноиздательского совета Кировской государственной медицинской академии. Протокол №2 от 20 октября 2005 г. Рецензенты: Г.А. Зайцева, профессор, доктор медицинских наук, первый заместитель директора Кировского НИИ гематологии и переливания крови по научной работе; А.П. Спицин, профессор, доктор мед. наук, заведующий...»

«Министерство образования и наук и Российской Федерации ® Федеральное государственное бюджетное образовательное учреждение высшего профессионального образования ТУЛЬСКИЙ ГОСУДАРСТВЕННЫЙ УНИВЕРСИТЕТ Е.Д. Грязева, М.В. Жукова, О.Ю. Кузнецов, Г.С. Петрова Самостоятельная учебно-научная деятельность студентов: психофизиологические и организационно-методические основы Учебное пособие Издание 2-е, исправленное и дополненное Допущено Учебно-методическим объединением по профессионально-педагогическому...»

«РАЗНООБРАЗИЕ ПРОКАРИОТ – ДЕСТРУКТОРОВ ЭКСТРЕМАЛЬНЫХ МЕСТООБИТАНИЙ БАЙКАЛЬСКОЙ РИФТОВОЙ ЗОНЫ Раднагуруева А.А., Лаврентьева Е.В., Бархутова Д.Д., Банзаракцаева Т.Г. Намсараев Б.Б. Отв. редактор д.б.н., проф. Намсараев Б.Б. Рецензенты д.б.н Абидуева Е.Ю. к.б.н. Данилова Э.В. к.б.н. Алексеева Е.В. Улан-Удэ 2012 Учебное пособие: Разнообразие экстремофильных прокариот - деструкторов экстремальных местообитаний Байкальской рифтовой зоны составлено на основе опыта экспедиционных работ и базируется на...»

«КРЫМСКАЯ АКАДЕМИЯ НООСФЕРНОГО ОБРАЗОВАНИЯ И НАУКИ СЕРИЯ БИБЛИОТЕКА НООСФЕРНОГО УЧИТЕЛЯ А.И. Богосвятская СОВРЕМЕННЫЙ УРОК: ГАРМОНИЯ, ВДОХНОВЕНИЕ, ФАНТАЗИЯ (биоадекватные уроки литературы) КАНОН Севастополь 2013 УДК 372.8:82.09 ББК 74.268.3 Б 74 Рецензенты: Кандидат филологических наук, доцент Л.М. Шкаруба. Учитель-методист, руководитель консультативно-тренингового центра Педагог И.А. Хроменко. Богосвятская А.И. Современный урок: гармония, вдохновение, фантазия (биоадекватные уроки литературы)....»